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¿Qué indica el funcionamiento de las histonas metil transferasas?


Quería averiguar si alguien sabe qué estimula el funcionamiento de las histonas metiltransferasas. Sé que es un proceso que todavía intenta ser entendido, pero no encuentro nada que parezca dirigir la actividad de las enzimas. Además, ¿de dónde provienen los grupos metilo que las enzimas transfieren a las histonas?

¡Gracias!


La metilación de histonas está regulada por una variedad de eventos, incluida la activación y represión de la transcripción, la ubicación relativa de la histona en la cromatina (pericéntrica o no, hetero- versus eucromatina, etc.), inactivación de X, el punto de la célula en la célula. ciclo, y otros. Una variedad de vías de señalización pueden conducir a la (in) activación de los HMT. Encontré esta tabla en cellignal.com con una lista de sitios de metilación conocidos, junto con referencias bibliográficas. En otra parte del sitio se encuentra este gráfico, que muestra parte de la misma información de una manera diferente, y también tiene enlaces a datos en PhosphoSitePlus con enlaces a la proteína de interés. Si investiga, puede encontrar todo tipo de vías e información experimental. Por ejemplo, si busca PRMT1 (humano), obtendrá una breve descripción de la proteína y las vías en las que está involucrada, así como enlaces a todo tipo de información. En el lado de las histonas, una mirada a la Histona H4 (humana) le permite observar residuos modificados individuales (elegí K21-m2) y encontrar todo tipo de enlaces bibliográficos e información sobre experimentos utilizados para determinar su función.

PD: No estoy afiliado a Cell Signalling, solo creo que tienen un montón de información útil sobre proteínas, algo así como NEB para cosas de mol bio ...


Avances en inmunología

James V. Falvo,. Anne E. Goldfeld, en Avances en inmunología, 2013

1.1.2.3 Histonas metiltransferasas y demetilasas

Las histonas lisina metiltransferasas y demetilasas tienen una especificidad más estricta que la mayoría de las HAT y desacetilasas. Las histonas lisina metiltransferasas incluyen MLL1-5, SET1A, SET1B y ASH1, que se dirigen a H3K4 G9a, SUV39H1, SUV39H2, ESET / SETDB1, EuHMTase / GLP, CLL8 y RIZ1, que modifican H3K9 SET2, NSD1 y SYMD236, que DOT1, que se dirige a H3K79 SET 7/8, SUV420H1 y SUV420H2, que metilan H4K20 y EZH2, que modifica H3K27 (Arrowsmith et al., 2012 Medzhitov & amp Horng, 2009 Wilson et al., 2009).

Las histonas lisina desmetilasas se dividen en dos clases: la familia de la lisina desmetilasa 1 (KDM1), que se describió por primera vez en 2004, y la familia de la proteína que contiene jumonji C (JmjC), que se descubrió en 2006 (Shi et al., 2004 Tsukada et al. al., 2006). En la familia KDM1, H3K4 es un objetivo de KDM1A, KDM1B, KDM2B y KDM5A-D H3K9 es desmetilado por KDM1A y KDM4A-D y KDM2A, KDM2B y KDM4A-D son el objetivo de H3K36. En la familia JmjC, H3K9 es desmetilado por JHDM1D y PHF8 y JHDM1A, UTX, UTY y JMJD3 se dirigen a H3K27 (Tabla 2.2). Se ha informado que otro miembro de la familia JmjC, JMJD6, es una histona lisina arginina desmetilasa que desmetila H3R2 y H4R3 (Chang, Chen, Zhao y Bruick, 2007), aunque otros informes indican que JMJD6 funciona principalmente como una lisina hidroxilasa, tanto de proteínas nucleares involucradas en el empalme de ARN (Webby et al., 2009) como de histonas (Unoki et al., 2013).


Fondo

El control epigenómico modula la expresión génica en respuesta a estímulos ambientales y señales de desarrollo [1-6]. Un mecanismo importante de este control epigenómico es la modificación covalente de las proteínas histonas, como la metilación de las histonas [7,8]. Las modificaciones de histonas pueden asociarse con la activación o represión de la expresión génica dependiendo del sustrato de aminoácido específico. Por ejemplo, la di- y tri-metilación de residuos de lisina (K) en la cola de la histona H3 en la posición K4 (H3K4me2 y H3K4me3) y la tri-metilación de K36 (H3K36me3) están asociadas con genes expresados ​​activamente, mientras que la metilación en los residuos H3K9 y H3K27 (en particular H3K9me2 y H3K27me3) están asociados con regiones genómicas silenciadas [8-10]. Curiosamente, se demostró que la modificación de histonas permisivas (por ejemplo, H3K36me3) y la modificación de histonas represivas (por ejemplo, H3K27me3) tienen funciones antagónicas en la regulación de la actividad génica [11]. Esta naturaleza combinatoria de la regulación génica a través de diversas modificaciones de histonas se conoce colectivamente como el "código de histonas" [12].

El grupo que contiene el dominio SET (SDG) histona metiltransferasas (HMT) son responsables de la metilación de histonas y se conservan en levaduras, animales y plantas [13, 14]. En organismos unicelulares como la levadura, la función global de un HMT específico puede caracterizarse mediante el perfil del patrón de metilación de histonas en todo el genoma en mutantes con pérdida de función de HMT [15]. Dichos estudios de mutantes aumentaron en gran medida nuestra comprensión de los HMT específicos, en particular su preferencia de destino. En los mamíferos, el perfil global de metilación de histonas de las líneas de desactivación / desactivación de SDG se ha limitado en gran medida a las líneas de células animales, debido a la letalidad embrionaria de tales mutantes en animales transgénicos [16, 17]. En las plantas, las mutaciones en proteínas SDG específicas dan como resultado fenotipos detectables pero no letales, lo que brinda una oportunidad única para estudiar la función de proteínas SDG específicas en el contexto de un organismo multicelular. Hasta la fecha, Arabidopsis Los mutantes en SDG HMT se han probado a nivel de transcriptoma [18] y patrones de replicación del ADN [18]. Sin embargo, hasta donde sabemos, la función principal de un HMT de los ODS, la metilación de histonas, no se ha estudiado a nivel genómico en un Arabidopsis ods mutante. Dicho estudio debería mejorar en gran medida nuestra comprensión de si los miembros individuales de la familia SDG HMT median en la metilación de histonas asociadas con subconjuntos específicos de genes en el genoma y cómo lo hacen.

A continuación, presentamos un análisis epigenómico en profundidad de sdg8-5 (también conocido como cli186), un Arabidopsis mutante que alberga una deleción completa del HMT SET grupo que contiene el dominio 8 (ODS8). los Arabidopsis SDG8 es más similar a la SET2 metiltransferasa H3K36 en levadura [13]. A pesar de la existencia de 32 genes SDG HMT anotados en el Arabidopsis genoma [13], mutaciones con pérdida de función en ODS8 muestran fenotipos pleiotrópicos, incluyendo floración temprana [19-22], síntesis de pigmento alterada [23-25], ramificación mejorada [23-25], defensa patógena defectuosa [7,26,27], respuesta hormonal alterada [28] y alteración respuesta táctil [29], lo que sugiere un rol no redundante para el ODS8 en Arabidopsis. El mutante de deleción completa- sdg8-5 caracterizada en este estudio - por lo tanto, brinda una gran oportunidad para caracterizar el impacto global de ODS8 deleción sobre metilación de histonas y expresión génica en un eucariota multicelular.

Los análisis previos de la función de metilación de histonas del SDG8 se centraron en un solo gen o en objetivos de familias de genes [7,20,22,24,26,30]. Sin embargo, el perfil de metilación de histonas global de cualquier sdg8 alelo, o cualquier SDG mutante en Arabidopsis todavía falta. Además, la mayoría de sdg8 Se informó que los fenotipos mutantes estaban asociados con la di- o tri-metilación de H3K36 [7,20,22,24,26,30], pero algunos estudios informaron una reducción de la tri-metilación de la histona H3K4 en sdg8 alelos [21,29]. En este estudio actual, perfilamos el patrón de metilación de histonas global de H3K4 y H3K36 en un sdg8-5 mutante (también conocido como cli186 [31]) en comparación con el tipo salvaje. Descubrimos que SDG8 se dirige a un subconjunto de genes en el genoma, preferentemente el 3 'del cuerpo del gen, para la metilación de H3K36. Además, esta metilación de H3K36 está asociada con una expresión génica de alto nivel en el tipo salvaje, que se deroga en el sdg8-5 mutante. Como grupo, las metas del ODS8 están enriquecidas en genes sensibles al carbono y / o a la luz y están involucradas en procesos biológicos específicos como la respuesta de defensa, el metabolismo primario, la fotosíntesis y el metabolismo energético. También propusimos un posible mecanismo molecular involucrado en la especificidad del objetivo SDG8.


Alfarawati S, Fragouli E, Colls P, Wells D (2012) Los embriones de portadores de translocación robertsoniana exhiben un efecto intercromosómico mitótico que mejora la inestabilidad genética durante el desarrollo temprano. PLoS Genet 8: e1003025

Allis CD, Jenuwein T (2016) Los sellos moleculares del control epigenético. Nat Rev Genet 17: 487–500

Anderson KW, Turko IV (2015) Modificaciones postraduccionales de histonas en la corteza frontal de donantes humanos con enfermedad de Alzheimer. Clin proteómica 12:26

Bannister AJ, Zegerman P, Partridge JF, Miska EA, Thomas JO, Allshire RC, Kouzarides T (2001) Reconocimiento selectivo de lisina 9 metilada en la histona H3 por el dominio cromático HP1. Naturaleza 410: 120-124

Barski A, Cuddapah S, Cui K, Roh TY, Schones DE, Wang Z, Wei G, Chepelev I, Zhao K (2007) Perfiles de alta resolución de metilaciones de histonas en el genoma humano. Celda 129: 823–837

Bernatavichute YV, Zhang X, Cokus S, Pellegrini M, Jacobsen SE (2008) Asociación en todo el genoma de la metilación de la histona H3 lisina nueve con la metilación del ADN de CHG en Arabidopsis thaliana. PLoS One 3: e3156

Bhaumik SR, Smith E, Shilatifard A (2007) Modificaciones covalentes de histonas durante el desarrollo y patogénesis de la enfermedad. Nat Struct Mol Biol 14: 1008–1016

Bierhoff H, Dammert MA, Brocks D, Dambacher S, Schotta G, Grummt I (2014) Los LncRNA inducidos por la quiescencia desencadenan la trimetilación de H4K20 y el silenciamiento transcripcional. Mol Cell 54: 675–682

Blackledge NP, Farcas AM, Kondo T, King HW, McGouran JF, Hanssen LL, Ito S, Cooper S, Kondo K, Koseki Y, Ishikura T, Long HK, Sheahan TW, Brockdorff N, Kessler BM, Koseki H, Klose RJ (2014) La ubiquitilación de H2A dependiente del complejo de PRC1 variante impulsa el reclutamiento de PRC2 y la formación de dominios polycomb. Celda 157: 1445–1459

Blackledge NP, Zhou JC, Tolstorukov MY, Farcas AM, Park PJ, Klose RJ (2010) Las islas CpG reclutan una histona H3 lisina 36 desmetilasa. Mol Cell 38: 179-190

Boyer LA, Plath K, Zeitlinger J, Brambrink T, Medeiros LA, Lee TI, Levine SS, Wernig M, Tajonar A, Ray MK, Bell GW, Otte AP, Vidal M, Gifford DK, Young RA, Jaenisch R (2006) Los complejos Polycomb reprimen los reguladores del desarrollo en células madre embrionarias murinas. Naturaleza 441: 349–353

Bracken AP, Dietrich N, Pasini D, Hansen KH, Helin K (2006) El mapeo del genoma de los genes diana de Polycomb desentraña sus roles en las transiciones del destino celular. Genes Dev 20: 1123–1136

Cano-Rodriguez D, Gjaltema RA, Jilderda LJ, Jellema P, Dokter-Fokkens J, Ruiters MH, Rots MG (2016) La escritura de H3K4Me3 supera el silenciamiento epigenético de una manera sostenida pero dependiente del contexto. Nat Commun 7: 12284

Cao R, Wang L, Wang H, Xia L, Erdjument-Bromage H, Tempst P, Jones RS, Zhang Y (2002) Papel de la metilación de la histona H3 lisina 27 en el silenciamiento del grupo Polycomb. Ciencia 298: 1039–1043

Caro E, Stroud H, Greenberg MV, Bernatavichute YV, Feng S, Groth M, Vashisht AA, Wohlschlegel J, Jacobsen SE (2012) La proteína SETdomain SUVR5 media la deposición de H3K9me2 y el silenciamiento en los genes de respuesta al estímulo de una manera independiente de la metilación del ADN. PLoS Genet 8: e1002995

Carrozza MJ, Li B, Florens L, Suganuma T, Swanson SK, Lee KK, Shia WJ, Anderson S, Yates J, Washburn MP, Workman JL (2005) La metilación de histona H3 por Set2 dirige la desacetilación de las regiones de codificación por Rpd3S para suprimir las espurias transcripción intragénica. Celda 123: 581–592

Charron JB, He H, Elling AA, Deng XW (2009) Paisajes dinámicos de cuatro modificaciones de histonas durante la desetiolación en Arabidopsis. Plant Cell 21: 3732–3748

Chen J, Gao J, Peng M, Wang Y, Yu Y, Yang P, Jin H (2015) Derivatización de propionato de NHS en gel para análisis de modificaciones postraduccionales de histonas en Arabidopsis thaliana. Anal Chim Acta 886: 107-113

Chen X, Liu X, Zhao Y, Zhou DX (2015) Los genes reguladores de la histona H3K4me3 y H3K27me3 controlan la transmisión estable de una epimutación en el arroz. Representante de ciencia 5: 13251

Cheng Y, Wu W, Kumar SA, Yu D, Deng W, Tripic T, King DC, Chen KB, Zhang Y, Drautz D, Giardine B, Schuster SC, Miller W, Chiaromonte F, Zhang Y, Blobel GA, Weiss MJ , Hardison RC (2009) Función eritroide GATA1 revelada por el análisis de todo el genoma de la ocupación de factores de transcripción, modificaciones de histonas y expresión de ARNm. Genome Res 19: 2172–2184

Cho YW, Hong T, Hong S, Guo H, Yu H, Kim D, Guszczynski T, Dressler GR, Copeland TD, Kalkum M, Ge K (2007) PTIP se asocia con el complejo de lisina 4 metiltransferasa de histona H3 que contiene MLL3 y MLL4 . J Biol Chem 282: 20395–20406

Cui X, Lu F, Qiu Q, Zhou B, Gu L, Zhang S, Kang Y, Cui X, Ma X, Yao Q, Ma J, Zhang X, Cao X (2016) REF6 reconoce una secuencia de ADN específica para desmetilar H3K27me3 y regular la formación de límites de órganos en Arabidopsis. Nat Genet 48: 694–699

Davidovich C, Cech TR (2015) El reclutamiento de modificadores de cromatina por ARN largos no codificantes: lecciones de PRC2. ARN 21: 2007-2022

Deng X, Qiu Q, He K, Cao X (2018) Los buscadores: cómo las enzimas modificadoras epigenéticas encuentran sus objetivos genómicos ocultos en Arabidopsis. Curr Opin Plant Biol 45: 75–81

Dimitrova E, Turberfield AH, Klose RJ (2015) Histonas desmetilasas en biología de la cromatina y más allá. EMBO Rep 16: 1620–1639

Dindar G, Anger AM, Mehlhorn C, Hake SB, Janzen CJ (2014). El análisis mutacional guiado por la estructura revela los requisitos funcionales para la especificidad del producto de las enzimas DOT1. Nat Commun 5: 5313

Dorafshan E, Kahn TG, Schwartz YB (2017) Reclutamiento jerárquico de complejos Polycomb revisados. Núcleo 8: 496–505

Du J, Johnson LM, Groth M, Feng S, Hale CJ, Li S, Vashisht AA, Gallego-Bartolome J, Wohlschlegel JA, Patel DJ, Jacobsen SE (2014) Mecanismo de metilación de histonas dirigida por metilación del ADN por KRYPTONITE. Mol Cell 55: 495–504

Du J, Zhong X, Bernatavichute YV, Stroud H, Feng S, Caro E, Vashisht AA, Terragni J, Chin HG, Tu A, Hetzel J, Wohlschlegel JA, Pradhan S, Patel DJ, Jacobsen SE (2012) Doble unión de dominios de cromometilasa a nucleosomas que contienen H3K9me2 dirige la metilación del ADN en las plantas. Celda 151: 167–180

Farcas AM, Blackledge NP, Sudbery I, Long HK, McGouran JF, Rose NR, Lee S, Sims D, Cerase A, Sheahan TW, Koseki H, Brockdorff N, Ponting CP, Kessler BM, Klose RJ (2012) KDM2B vincula el Polycomb Repressive Complex 1 (PRC1) para el reconocimiento de islas CpG. Elife 1: e00205

Feng S, Jacobsen SE (2011) Modificaciones epigenéticas en plantas: una perspectiva evolutiva. Curr Opin Plant Biol 14: 179–186

Ferrari KJ, Scelfo A, Jammula S, Cuomo A, Barozzi I, Stutzer A, Fischle W, Bonaldi T, Pasini D (2014) H3K27me1 y H3K27me2 dependientes de Polycomb regulan la transcripción activa y la fidelidad del potenciador. Mol Cell 53: 49–62

Frey F, Sheahan T, Finkl K, Stoehr G, Mann M, Benda C, Muller J (2016) Base molecular de la orientación de PRC1 a elementos de respuesta de Polycomb por PhoRC. Genes Dev 30: 1116–1127

Fu H, Maunakea AK, Martin MM, Huang L, Zhang Y, Ryan M, Kim R, Lin CM, Zhao K, Aladjem MI (2013) La metilación de la histona H3 en lisina 79 se asocia con un grupo de orígenes de replicación y ayuda a limitar el ADN replicación una vez por ciclo celular. PLoS Genet 9: e1003542

Fuchs J, Demidov D, Houben A, Schubert I (2006) Patrones de modificación de histonas cromosómicas: de la conservación a la diversidad. Trends Plant Sci 11: 199-208

Gonzalo S, García-Cao M, Fraga MF, Schotta G, Peters AH, Cotter SE, Eguia R, Dean DC, Esteller M, Jenuwein T, Blasco MA (2005) Papel de la familia RB1 en la estabilización de la metilación de histonas en heterocromatina constitutiva. Nat Cell Biol 7: 420–428

Granot G, Sikron-Persi N, Gaspan O, Florentin A, Talwara S, Paul LK, Morgenstern Y, Granot Y, Grafi G (2009) Modificaciones de histonas asociadas con la tolerancia a la sequía en la planta del desierto Zygophyllum dumosum Boiss. Planta 231: 27–34

He Y, Yu H, Cai C, Sun S, Chai R, Li H (2015) La inhibición de la desmetilación de H3K4me2 protege las células ciliadas auditivas de la apoptosis inducida por neomicina. Mol Neurobiol 52: 196–205

Heintzman ND, Hon GC, Hawkins RD, Kheradpour P, Stark A, Harp LF, Ye Z, Lee LK, Stuart RK, Ching CW, Ching KA, Antosiewicz-Bourget JE, Liu H, Zhang X, Green RD, Lobanenkov VV, Stewart R, Thomson JA, Crawford GE, Kellis M, Ren B (2009) Las modificaciones de histonas en potenciadores humanos reflejan la expresión génica global específica del tipo de célula. Naturaleza 459: 108–112

Herzog VA, Lempradl A, Trupke J, Okulski H, Altmutter C, Ruge F, Boidol B, Kubicek S, Schmauss G, Aumayr K, Ruf M, Pospisilik A, Dimond A, Senergin HB, Vargas ML, Simon JA, Ringrose L (2014) Un cambio específico de cadena en la transcripción sin codificación cambia la función de un elemento de respuesta Polycomb / Trithorax. Nat Genet 46: 973–981

Huang T, Lin C, Zhong LL, Zhao L, Zhang G, Lu A, Wu J, Bian Z (2017) Dirigido a la metilación de histonas para el cáncer colorrectal. Therap Adv Gastroenterol 10: 114–131

Jackson JP, Johnson L, Jasencakova Z, Zhang X, PerezBurgos L, Singh PB, Cheng X, Schubert I, Jenuwein T, Jacobsen SE (2004) La dimetilación de la histona H3 lisina 9 es una marca crítica para la metilación del ADN y el silenciamiento de genes en Arabidopsis thaliana. Cromosoma 112: 308–315

Jacob Y, Bergamin E, Donoghue MT, Mongeon V, LeBlanc C, Voigt P, Underwood CJ, Brunzelle JS, Michaels SD, Reinberg D, Couture JF, Martienssen RA (2014) La metilación selectiva de la variante H3.1 de la histona H3 regula la replicación de la heterocromatina . Science 343: 1249–1253

Jacob Y, Stroud H, Leblanc C, Feng S, Zhuo L, Caro E, Hassel C, Gutierrez C, Michaels SD, Jacobsen SE (2010) Regulación de la replicación del ADN heterocromático por la histona H3 lisina 27 metiltransferasas. Nature 466: 987–991

Jorgensen S, Schotta G, Sorensen CS (2013) Metilación de la histona H4 lisina 20: actor clave en la regulación epigenética de la integridad genómica. Ácidos nucleicos Res 41: 2797–2806

Juan AH, Wang S, Ko KD, Zare H, Tsai PF, Feng X, Vivanco KO, Ascoli AM, Gutierrez-Cruz G, Krebs J, Sidoli S, Knight AL, Pedersen RA, Garcia BA, Casellas R, Zou J, Sartorelli V (2017) Roles de H3K27me2 y H3K27me3 examinados durante la especificación del destino de células madre embrionarias. Rep. Celular 18: 297

Kharchenko PV, Alekseyenko AA, Schwartz YB, Minoda A, Riddle NC, Ernst J, Sabo PJ, Larschan E, Gorchakov AA, Gu T, Linder-Basso D, Plachetka A, Shanower G, Tolstorukov MY, Luquette LJ, Xi R, Jung YL, Park RW, Bishop EP, Canfield TK, Sandstrom R, Thurman RE, MacAlpine DM, Stamatoyannopoulos JA, Kellis M, Elgin SC, Kuroda MI, Pirrotta V, Karpen GH, Park PJ (2011) Análisis completo del panorama de la cromatina en Drosophila melanogaster. Naturaleza 471: 480–485

Kizer KO, Phatnani HP, Shibata Y, Hall H, Greenleaf AL, Strahl BD (2005) Un nuevo dominio en Set2 media la interacción de la ARN polimerasa II y acopla la metilación de la histona H3 K36 con el alargamiento del transcrito. Mol Cell Biol 25: 3305–3316

Kobayashi M, Ohsugi M, Sasako T, Awazawa M, Umehara T, Iwane A, Kobayashi N, Okazaki Y, Kubota N, Suzuki R, Waki ​​H, Horiuchi K, Hamakubo T, Kodama T, Aoe S, Tobe K, Kadowaki T , Ueki K (2018) El complejo de ARN metiltransferasa de WTAP, METTL3 y METTL14 regula la expansión clonal mitótica en la adipogénesis. Mol Cell Biol 38: e00116–18

Kolasinska-Zwierz P, Down T, Latorre I, Liu T, Liu XS, Ahringer J (2009) Marcado diferencial de cromatina de intrones y exones expresados ​​por H3K36me3. Nat Genet 41: 376–381

Krogan NJ, Dover J, Wood A, Schneider J, Heidt J, Boateng MA, Dean K, Ryan OW, Golshani A, Johnston M, Greenblatt JF, Shilatifard A (2003) El complejo Paf1 es necesario para la metilación de la histona H3 por COMPASS y Dot1p: vinculación del alargamiento transcripcional a la metilación de histonas. Mol Cell 11: 721–729

Lachner M, O'Carroll D, Rea S, Mechtler K, Jenuwein T (2001) La metilación de la histona H3 lisina 9 crea un sitio de unión para las proteínas HP1. Naturaleza 410: 116-120

Lafos M, Kroll P, Hohenstatt ML, Thorpe FL, Clarenz O, Schubert D (2011) Regulación dinámica de la trimetilación de H3K27 durante la diferenciación de Arabidopsis. PLoS Genet 7: e1002040

Las interacciones de Lauberth SM, Nakayama T, Wu X, Ferris AL, Tang Z, Hughes SH, Roeder RG (2013) H3K4me3 con TAF3 regulan el ensamblaje del complejo de preiniciación y la activación selectiva de genes. Celda 152: 1021–1036

Laurent B, Ruitu L, Murn J, Hempel K, Ferrao R, Xiang Y, Liu S, Garcia BA, Wu H, Wu F, Steen H, Shi Y (2015) Una isoforma específica de LSD1 / KDM1A regula la diferenciación neuronal a través de la desmetilación de H3K9 . Mol Cell 57: 957–970

Lee CH, Wu J, Li B (2013) Los remodeladores de cromatina afinan la desacetilación dirigida por H3K36 de nucleosomas vecinos mediante Rpd3S. Mol Cell 52: 255-263

Lee JH, Skalnik DG (2005) La proteína de unión a CpG (proteína de dedo CXXC 1) es un componente del complejo de metiltransferasa de histona H3-Lys4 de mamífero Set1, el análogo del complejo de levadura Set1 / COMPASS. J Biol Chem 280: 41725–41731

Lee MG, Wynder C, Cooch N, Shiekhattar R (2005) Un papel esencial para CoREST en la desmetilación nucleosomal de la histona 3 lisina 4. Nature 437: 432–435

Li C, Gu L, Gao L, Chen C, Wei CQ, Qiu Q, Chien CW, Wang S, Jiang L, Ai LF, Chen CY, Yang S, Nguyen V, Qi Y, Snyder MP, Burlingame AL, Kohalmi SE , Huang S, Cao X, Wang ZY, Wu K, Chen X, Cui Y (2016) Direccionamiento genómico concertado de H3K27 desmetilasa REF6 y ATPasa BRM de remodelación de cromatina en Arabidopsis. Nat Genet 48: 687–693

Li N, Li Y, Lv J, Zheng X, Wen H, Shen H, Zhu G, Chen TY, Dhar SS, Kan PY, Wang Z, Shiekhattar R, Shi X, Lan F, Chen K, Li W, Li H , Lee MG (2016) ZMYND8 Lee la marca de histona dual H3K4me1-H3K14ac para antagonizar la expresión de genes ligados a metástasis. Mol Cell 63: 470–484

Liu C, Lu F, Cui X, Cao X (2010). Metilación de histonas en plantas superiores. Annu Rev Plant Biol 61: 395–420

Liu N, Zhang Z, Wu H, Jiang Y, Meng L, Xiong J, Zhao Z, Zhou X, Li J, Li H, Zheng Y, Chen S, Cai T, Gao S, Zhu B (2015) Reconocimiento de H3K9 La metilación por GLP es necesaria para el establecimiento eficaz de la metilación de H3K9, la represión rápida del gen diana y la viabilidad del ratón. Genes Dev 29: 379–393

Liu T, Rechtsteiner A, Egelhofer TA, Vielle A, Latorre I, Cheung MS, Ercan S, Ikegami K, Jensen M, Kolasinska-Zwierz P, Rosenbaum H, Shin H, Taing S, Takasaki T, Iniguez AL, Desai A, Dernburg AF, Kimura H, Lieb JD, Ahringer J, Strome S, Liu XS (2011) Dominios cromosómicos amplios de patrones de modificación de histonas en C. elegans. Genome Res 21: 227–236

Liu X, Zhou S, Wang W, Ye Y, Zhao Y, Xu Q, Zhou C, Tan F, Cheng S, Zhou DX (2015) Regulación de la metilación de histonas y reprogramación de la expresión génica en el meristema de la inflorescencia del arroz. Plant Cell 27: 1428–1444

Long HK, Blackledge NP, Klose RJ (2013) proteínas que contienen el dominio ZF-CxxC, islas CpG y la conexión de cromatina. Biochem Soc Trans 41: 727–740

Long HK, Sims D, Heger A, Blackledge NP, Kutter C, Wright ML, Grutzner F, Odom DT, Patient R, Ponting CP, Klose RJ (2013) Conservación epigenética en elementos reguladores de genes revelados por perfiles de ADN no metilado en siete vertebrados. Elife 2: e00348

Loyola A, Bonaldi T, Roche D, Imhof A, Almouzni G (2006) PTM en variantes H3 antes de que el ensamblaje de cromatina potencie su estado epigenético final. Mol Cell 24: 309–316

Luco RF, Pan Q, Tominaga K, Blencowe BJ, Pereira-Smith OM, Misteli T (2010) Regulación del empalme alternativo por modificaciones de histonas. Ciencia 327: 996–1000

Luo M (2012) Enfoques actuales de biología química para interrogar a las proteínas metiltransferasas. ACS Chem Biol 7: 443–463

Luo S, Lu JY, Liu L, Yin Y, Chen C, Han X, Wu B, Xu R, Liu W, Yan P, Shao W, Lu Z, Li H, Na J, Tang F, Wang J, Zhang YE , Shen X (2016) Los lncRNA divergentes regulan la expresión génica y la diferenciación de linaje en células pluripotentes. Cell Stem Cell 18: 637–652

Margueron R, Justin N, Ohno K, Sharpe ML, Son J, Drury WJ, 3rd, Voigt P, Martin SR, Taylor WR, De Marco V, Pirrotta V, Reinberg D, Gamblin SJ (2009) Papel de la proteína polycomb EED en la propagación de marcas de histonas represivas. Nature 461: 762–767

Martin C, Zhang Y (2005) Las diversas funciones de la metilación de histonas lisina. Nat Rev Mol Cell Biol 6: 838–849

Mathieu O, Probst AV, Paszkowski J (2005) Regulación distinta de la metilación de la histona H3 en las lisinas 27 y 9 por metilación de CpG en Arabidopsis. EMBO J 24: 2783–2791.

Metzger E, Imhof A, Patel D, Kahl P, Hoffmeyer K, Friedrichs N, Muller JM, Greschik H, Kirfel J, Ji S, Kunowska N, Beisenherz-Huss C, Gunther T, Buettner R, Schule R (2010) Fosforilación de histona H3T6 por PKCbeta (I) controla la desmetilación en la histona H3K4. Nature 464: 792–796

Metzger E, Wissmann M, Yin N, Muller JM, Schneider R, Peters AH, Gunther T, Buettner R, Schule R (2005) LSD1 desmetila las marcas de histonas represivas para promover la transcripción dependiente del receptor de andrógenos. Naturaleza 437436–439

Mikkelsen TS, Ku M, Jaffe DB, Issac B, Lieberman E, Giannoukos G, Alvarez P, Brockman W, Kim TK, Koche RP, Lee W, Mendenhall E, O'Donovan A, Presser A, Russ C, Xie X, Meissner A, Wernig M, Jaenisch R, Nusbaum C, Lander ES, Bernstein BE (2007) Mapas del estado de la cromatina en todo el genoma en células pluripotentes y de linaje comprometido. Naturaleza 448: 553–560

Mueller JE, Canze M, Bryk M (2006) Los requisitos para COMPASS y Paf1 en el silenciamiento transcripcional y la metilación de la histona H3 en Saccharomyces cerevisiae. Genética 173: 557–567

Naumann K, Fischer A, Hofmann I, Krauss V, Phalke S, Irmler K, Hause G, Aurich AC, Dorn R, Jenuwein T, Reuter G (2005) Papel fundamental de AtSUVH2 en la metilación de histonas heterocromáticas y el silenciamiento de genes en Arabidopsis. EMBO J 24: 1418–1429

Ng HH, Robert F, Young RA, Struhl K (2003) El reclutamiento dirigido de la histona metilasa Set1 mediante el alargamiento de Pol II proporciona una marca localizada y una memoria de la actividad transcripcional reciente. Mol Cell 11: 709–719

Nguyen AT, Zhang Y (2011) Las diversas funciones de la metilación Dot1 y H3K79. Genes Dev 25: 1345-1358

Oda H, Okamoto I, Murphy N, Chu J, Price SM, Shen MM, Torres-Padilla ME, Heard E, Reinberg D (2009) La monometilación de la histona H4-lisina 20 está involucrada en la estructura y estabilidad de los cromosomas y es esencial para el ratón desarrollo. Mol Cell Biol 29: 2278–2295

Ozturk MA, Cojocaru V, Wade RC (2018) Dependencia de la estructura del cromatosoma en la secuencia de histonas del enlazador y modificación postraduccional. Biophys J 114: 2363–2375

Park S, Oh S, van Nocker S (2012). Distribución genómica y a nivel de genes de la histona H3 dimetil lisina-27 (H3K27me2) en Arabidopsis. PLoS One 7: e52855

Pesavento JJ, Yang H, Kelleher NL, Mizzen CA (2008) Metilación segura y progresiva de la histona H4 en lisina 20 durante el ciclo celular. Mol Cell Biol 28: 468–486

Pinskaya M, Morillon A (2009) Di-metilación de lisina 4 de histona H3: ¿una marca novedosa para la fidelidad transcripcional? Epigenética 4: 302–306

Pradeepa MM, Sutherland HG, Ule J, Grimes GR, Bickmore WA (2012) Psip1 / Ledgf p52 une la histona metilada H3K36 y los factores de empalme y contribuye a la regulación del empalme alternativo. PLoS Genet 8: e1002717

Rada-Iglesias A, Bajpai R, Swigut T, Brugmann SA, Flynn RA, Wysocka J (2011) Una firma de cromatina única descubre los potenciadores del desarrollo temprano en los seres humanos. Naturaleza 470: 279–283

Regha K, Sloane MA, Huang R, Pauler FM, Warczok KE, Melikant B, Radolf M, Martens JH, Schotta G, Jenuwein T, Barlow DP (2007) La cromatina activa y represiva se intercalan sin propagarse en un grupo de genes impresos en el genoma de mamífero. Mol Cell 27: 353–366

Rice JC, Briggs SD, Ueberheide B, Barber CM, Shabanowitz J, Hunt DF, Shinkai Y, Allis CD (2003) Las histonas metiltransferasas dirigen diferentes grados de metilación para definir distintos dominios de cromatina. Mol Cell 12: 1591-1598

Riising EM, Comet I, Leblanc B, Wu X, Johansen JV, Helin K (2014) El silenciamiento génico desencadena el reclutamiento del complejo represivo Polycomb 2 en el genoma de las islas CpG en todo el genoma. Mol Cell 55: 347–360

Ringrose L, Paro R (2007) Elementos de respuesta de Polycomb / Trithorax y memoria epigenética de identidad celular. Desarrollo 134: 223–232

Ringrose L, Rehmsmeier M, Dura JM, Paro R (2003) Predicción de todo el genoma de los elementos de respuesta de Polycomb / Trithorax en Drosophila melanogaster. Dev Cell 5: 759–771

Roudier F, Ahmed I, Berard C, Sarazin A, Mary-Huard T, Cortijo S, Bouyer D, Caillieux E, Duvernois-Berthet E, Al-Shikhley L, Giraut L, Despres B, Drevensek S, Barneche F, Derozier S , Brunaud V, Aubourg S, Schnittger A, Bowler C, Martin-Magniette ML, Robin S, Caboche M, Colot V (2011) El mapeo epigenómico integrador define cuatro estados principales de cromatina en Arabidopsis. EMBO J 30: 1928–1938

Ruan C, Cui H, Lee CH, Li S, Li B (2016) La subunidad Rco1 que contiene el dominio PHD homodimérico constituye un centro de interacción crítica dentro del complejo de histona desacetilasa Rpd3S. J Biol Chem 291: 5428–5438

Schotta G, Lachner M, Sarma K, Ebert A, Sengupta R, Reuter G, Reinberg D, Jenuwein T (2004) Una vía de silenciamiento para inducir la trimetilación de H3-K9 y H4-K20 en heterocromatina constitutiva. Genes Dev 18: 1251–1262

Schwartz YB, Kahn TG, Nix DA, Li XY, Bourgon R, Biggin M, Pirrotta V (2006) Análisis de todo el genoma de los objetivos de Polycomb en Drosophila melanogaster. Nat Genet 38: 700–705

Sequeira-Mendes J, Araguez I, Peiro R, Mendez-Giraldez R, Zhang X, Jacobsen SE, Bastolla U, Gutierrez C (2014) The Functional Topography of the Arabidopsis Genome Is Organized in a Reduced Number of Linear Motifs of Chromatin States. Plant Cell 26: 2351-2366

Shen H, Xu W, Guo R, Rong B, Gu L, Wang Z, He C, Zheng L, Hu X, Hu Z, Shao ZM, Yang P, Wu F, Shi YG, Shi Y, Lan F (2016) Supresión de la sobreactivación del potenciador por un complejo RACK7-histona desmetilasa. Celda 165: 331–342

Simon JA, Kingston RE (2009) Mecanismos de silenciamiento de genes polycomb: conocidos y desconocidos. Nat Rev Mol Cell Biol 10: 697–708

Stewart KR, Veselovska L, Kim J, Huang J, Saadeh H, Tomizawa S, Smallwood SA, Chen T, Kelsey G (2015) Los cambios dinámicos en las modificaciones de histonas preceden a la metilación de novo del ADN en los ovocitos. Genes Dev 29: 2449–2462

Swygert SG, Peterson CL (2014) Dinámica de la cromatina: interacción entre las enzimas remodeladoras y las modificaciones de histonas. Biochim Biophys Acta 1839: 728–736

Tang Z, Chen WY, Shimada M, Nguyen UT, Kim J, Sun XJ, Sengoku T, McGinty RK, Fernandez JP, Muir TW, Roeder RG (2013) SET1 y p300 actúan sinérgicamente, a través de modificaciones de histonas acopladas, en la activación transcripcional por p53. Celda 154: 297–310

Thomson JP, Skene PJ, Selfridge J, Clouaire T, Guy J, Webb S, Kerr AR, Deaton A, Andrews R, James KD, Turner DJ, Illingworth R, Bird A (2010) Las islas CpG influyen en la estructura de la cromatina a través de CpG- proteína de unión Cfp1. Naturaleza 464: 1082–1086

Tolhuis B, de Wit E, Muijrers I, Teunissen H, Talhout W, van Steensel B, van Lohuizen M (2006) Perfilado de todo el genoma de la unión de cromatina de PRC1 y PRC2 Polycomb en Drosophila melanogaster. Nat Genet 38: 694–699

Turck F, Roudier F, Farrona S, Martin-Magniette ML, Guillaume E, Buisine N, Gagnot S, Martienssen RA, Coupland G, Colot V (2007) Arabidopsis TFL2 / LHP1 se asocia específicamente con genes marcados por trimetilación de la histona H3 lisina 27 .PLoS Genet 3: e86

Turner BM (2002) La memoria celular y el código de histonas. Celda 111: 285–291

Underwood CJ, Choi K, Lambing C, Zhao X, Serra H, Borges F, Simorowski J, Ernst E, Jacob Y, Henderson IR, Martienssen RA (2018) Activación epigenética de recombinación meiótica cercana Arabidopsis thaliana centrómeros a través de la pérdida de H3K9me2 y metilación del ADN no CG. Genome Res 28: 519–531

Vermeulen M, Mulder KW, Denissov S, Pijnappel WW, van Schaik FM, Varier RA, Baltissen MP, Stunnenberg HG, Mann M, Timmers HT (2007) Anclaje selectivo de TFIID a nucleosomas por trimetilación de la histona H3 lisina 4. Célula 131: 58–69

Wang J, Telese F, Tan Y, Li W, Jin C, He X, Basnet H, Ma Q, Merkurjev D, Zhu X, Liu Z, Zhang J, Ohgi K, Taylor H, White RR, Tazearslan C, Suh Y , Macfarlan TS, Pfaff SL, Rosenfeld MG (2015) LSD1n es una desmetilasa H4K20 que regula la formación de memoria a través del control de elongación transcripcional. Nat Neurosci 18: 1256–1264

Wang Y, Li X, Hu H (2014) H3K4me2 define de manera confiable las regiones de unión del factor de transcripción en diferentes células. Genómica 103: 222–228

Wei C, Xiao R, Chen L, Cui H, Zhou Y, Xue Y, Hu J, Zhou B, Tsutsui T, Qiu J, Li H, Tang L, Fu XD (2016) RBFox2 une el ARN naciente para regular globalmente el complejo Polycomb 2 Orientación en genomas de mamíferos. Mol Cell 62: 875–889

Wood A, Schneider J, Dover J, Johnston M, Shilatifard A (2003) El complejo Paf1 es esencial para la monoubiquitinación de histonas por el complejo Rad6-Bre1, que señala la metilación de histonas por COMPASS y Dot1p. J Biol Chem 278: 34739–34742

Wu M, Hayward D, Kalin JH, Song Y, Schwabe JW, Cole PA (2018) La acetilación de lisina-14 de la histona H3 en la cromatina confiere resistencia a las actividades desacetilasa y desmetilasa de un complejo silenciador epigenético. Elife 7: e37231

Xiao J, Jin R, Yu X, Shen M, Wagner JD, Pai A, Song C, Zhuang M, Klasfeld S, He C, Santos AM, Helliwell C, Pruneda-Paz JL, Kay SA, Lin X, Cui S, García MF, Clarenz O, Goodrich J, Zhang X, Austin RS, Bonasio R, Wagner D (2017) Cis y determinantes trans del silenciamiento epigenético por el complejo represivo Polycomb 2 en Arabidopsis. Nat Genet 49: 1546–1552

Xiao J, Lee US, Wagner D (2016) Tug of war: agregar y eliminar la metilación de lisina de histona en Arabidopsis. Curr Opin Plant Biol 34: 41–53

Xie M, Hong C, Zhang B, Lowdon RF, Xing X, Li D, Zhou X, Lee HJ, Maire CL, Ligon KL, Gascard P, Sigaroudinia M, Tlsty TD, Kadlecek T, Weiss A, O'Geen H, Farnham PJ, Madden PA, Mungall AJ, Tam A, Kamoh B, Cho S, Moore R, Hirst M, Marra MA, Costello JF, Wang T (2013) La hipometilación del ADN dentro de familias específicas de elementos transponibles se asocia con un paisaje potenciador específico de tejidos. Nat Genet 45: 836–841

Yu R, Wang X, Moazed D (2018) Herencia epigenética mediada por el acoplamiento de la metilación de ARNi e histona H3K9. Naturaleza 558: 615–619

Yu W, Briones V, Lister R, McIntosh C, Han Y, Lee EY, Ren J, Terashima M, Leighty RM, Ecker JR, Muegge K (2014) CG hipometilación en Lsh - / - fibroblastos embrionarios de ratón se asocia con de novo Formación de H3K4me1 y plasticidad celular alterada. Proc Natl Acad Sci USA 111: 5890–5895

Yuan G, Ma B, Yuan W, Zhang Z, Chen P, Ding X, Feng L, Shen X, Chen S, Li G, Zhu B (2013) La ubiquitinación de histona H2A inhibe la actividad enzimática de las metiltransferasas H3 lisina 36. J Biol Chem 288: 30832–30842

Yuan W, Wu T, Fu H, Dai C, Wu H, Liu N, Li X, Xu M, Zhang Z, Niu T, Han Z, Chai J, Zhou XJ, Gao S, Zhu B (2012) Se activa la cromatina densa Complejo represivo Polycomb 2 para regular la metilación de lisina 27 de H3. Science 337: 971–975

Yuan W, Xu M, Huang C, Liu N, Chen S, Zhu B (2011) La metilación de H3K36 antagoniza la metilación de H3K27 mediada por PRC2. J Biol Chem 286: 7983–7989

Zhang K, Sridhar VV, Zhu J, Kapoor A, Zhu JK (2007) Patrones distintivos de modificación postraduccional de histonas centrales en Arabidopsis thaliana. PLoS One 2: e1210

Zhang S, Zhou B, Kang Y, Cui X, Liu A, Deleris A, Greenberg MV, Cui X, Qiu Q, Lu F, Wohlschlegel JA, Jacobsen SE, Cao X (2015) Los dominios C-terminales de una histona desmetilasa interactúan con un par de factores de transcripción y median la asociación de cromatina específica. Cell Discov 1: 15003

Zhang X (2008) El paisaje epigenético de las plantas. Science 320: 489–492

Zhang X, Bernatavichute YV, Cokus S, Pellegrini M, Jacobsen SE (2009) Análisis de todo el genoma de mono, di y trimetilación de la histona H3 lisina 4 en Arabidopsis thaliana. Biol del genoma 10: R62

Zhang Y, Reinberg D (2001) Regulación de la transcripción por metilación de histonas: interacción entre diferentes modificaciones covalentes de las colas de las histonas centrales. Genes Dev 15: 2343–2360

Zhao J, Sun BK, Erwin JA, Song JJ, Lee JT (2008) Proteínas Polycomb dirigidas por un ARN de repetición corta al cromosoma X del ratón. Science 322: 750–756

Zhou KI, Pan T (2016) Estructuras del complejo de metiltransferasa m 6 A: dos subunidades con funciones distintas pero coordinadas. Mol Cell 63: 183–185


Referencias

Kornberg, R. D. y Lorch, Y.Veinticinco años del nucleosoma, partícula fundamental del cromosoma eucariota. Celda 98, 285–294 (1999).

van Holde, K. E. en Cromatina (ed. Rich, A.) 1–148 (Springer, Nueva York, 1988).

Bannister, A. J. & amp Kouzarides, T. Reversión de la metilación de histonas. Naturaleza 436, 1103–1106 (2005).

Lachner, M., O'Sullivan, R. J. & amp Jenuwein, T.Una hoja de ruta epigenética para la metilación de lisina de histonas. J. Cell Sci. 116, 2117–2124 (2003).

Margueron, R., Trojer, P. & amp Reinberg, D. La clave del desarrollo: ¿interpretar el código de las histonas? Curr. Opin. Gineta. Dev. 15, 163–176 (2005).

Zhang, Y. & amp Reinberg, D. Regulación de la transcripción por metilación de histonas: interacción entre diferentes modificaciones covalentes de las colas de las histonas centrales. Genes Dev. 15, 2343–2360 (2001).

Bedford, M. T. & amp Richard, S. Metilación de arginina, un regulador emergente de la función de las proteínas. Mol. Celda 18, 263–272 (2005).

Stallcup, M. R. Papel de la metilación de proteínas en la remodelación de la cromatina y la regulación transcripcional. Oncogén 20, 3014–3020 (2001).

Hansen, J. C. Dinámica conformacional de la fibra de cromatina en solución: determinantes, mecanismos y funciones. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 31, 361–392 (2002).

Carruthers, L. M. & amp Hansen, J. C. Los terminales N de las histonas centrales funcionan independientemente de las histonas enlazadoras durante la condensación de la cromatina. J. Biol. Chem. 275, 37285–37290 (2000).

Turner, B. M. Acetilación de histonas y un código epigenético. Bioensayos 22, 836–845 (2000).

Strahl, B. D. & amp Allis, C. D. El lenguaje de las modificaciones de histonas covalentes. Naturaleza 403, 41–45 (2000).

Jenuwein, T. & amp Allis, C. D. Traducción del código de histonas. Ciencias 293, 1074–1080 (2001).

Dhalluin, C. y col. Estructura y ligando de un bromodominio de histona acetiltransferasa. Naturaleza 399, 491–496 (1999).

Jacobson, R. H., Ladurner, A. G., King, D. S. & amp Tjian, R. Estructura y función de un módulo de doble bromodominio TAFII250 humano. Ciencias 288, 1422–1425 (2000).

Bannister, A. J. et al. Reconocimiento selectivo de la lisina 9 metilada en la histona H3 por el dominio cromático HP1. Naturaleza 410, 120–124 (2001).

Fischle, W. y col. Base molecular para la discriminación de marcas represivas de metil-lisina en histona H3 por cromodominios Polycomb y HP1. Genes Dev. 17, 1870–1881 (2003).

Lachner, M., O'Carroll, D., Rea, S., Mechtler, K. & amp Jenuwein, T. La metilación de la histona H3 lisina 9 crea un sitio de unión para las proteínas HP1. Naturaleza 410, 116–120 (2001).

Min, J., Zhang, Y. & amp Xu, R. M. Base estructural para la unión específica del cromodominio Polycomb a la histona H3 metilada en Lys 27. Genes Dev. 17, 1823–1828 (2003).

Pray-Grant, M. G., Daniel, J. A., Schieltz, D., Yates, J. R., 3rd & amp Grant, P. A. El cromodominio Chd1 enlaza la metilación de la histona H3 con la acetilación dependiente de SAGA y SLIK. Naturaleza 433, 434–438 (2005). La primera demostración de una proteína capaz de unirse directamente a metil-H3-K4.

Huyen, Y. et al. La lisina 79 metilada de la histona H3 se dirige a 53BP1 a las roturas de doble hebra del ADN. Naturaleza 432, 406–411 (2004). Estableció el dominio tudor como un motivo de unión de metil-lisina y un vínculo entre la metilación de H3-K79 y los procesos de reparación del ADN.

Sanders, S. L. et al. La metilación de la histona H4 lisina 20 controla el reclutamiento de Crb2 en los sitios de daño del ADN. Celda 119, 603–614 (2004).

Wysocka, J. et al. WDR5 se asocia con la histona H3 metilada en K4 y es esencial para la metilación de H3-K4 y el desarrollo de vertebrados. Celda 121, 859–872 (2005). Muestra que el dominio de repetición WD40 dentro de WDR5 se une específicamente a dimetil-H3-K4 y que esta interacción es importante para la metilación de H3-K4.

Kurdistani, S. K. & amp Grunstein, M. Acetilación y desacetilación de histonas en levadura. Nature Rev. Mol.Cell Biol. 4, 276–284 (2003).

Henikoff, S. Modificaciones de histonas: ¿complejidad combinatoria o simplicidad acumulativa? Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos 102, 5308–5309 (2005).

Schubeler, D. et al. El patrón de modificación de histonas de genes activos revelado a través del análisis de cromatina de todo el genoma de un eucariota superior. Genes Dev. 18, 1263–1271 (2004).

Bernstein, B. E. et al. Mapas genómicos y análisis comparativo de modificaciones de histonas en humanos y ratones. Celda 120, 169–181 (2005).

Lindroth, A. M. y col. Se requieren marcas de metilación de la histona H3 dual en las lisinas 9 y 27 para la interacción con CROMOMETILASA3. EMBO J. 23, 4286–4296 (2004).

Mateescu, B., England, P., Halgand, F., Yaniv, M. & amp Muchardt, C. La unión de proteínas HP1 a cromatina se alivia mediante fosfoacetilación de histona H3. Rep. EMBO 5, 490–496 (2004).

Sun, Z. W. & amp Allis, C. D. La ubiquitinación de la histona H2B regula la metilación de H3 y el silenciamiento de genes en levaduras. Naturaleza 418, 104–108 (2002).

Grunstein, M. Heterocromatina de levadura: regulación de su ensamblaje y herencia por histonas. Celda 93, 325–328 (1998).

Pidoux, A. L. & amp Allshire, R. C. El papel de la heterocromatina en la función del centrómero. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 360, 569–579 (2005).

Jia, S., Yamada, T. & amp Grewal, S. I. La heterocromatina regula las interacciones de cromatina de largo alcance específicas del tipo celular esenciales para la recombinación dirigida. Celda 119, 469–480 (2004). Demuestra el papel de la heterocromatina y la metilación de H3-K9 en la propagación específica del tipo celular de las proteínas implicadas en la recombinación.

Wakimoto, B. T. Más allá del nucleosoma: aspectos epigenéticos de la variedad de efectos de posición en Drosophila. Celda 93, 321–324 (1998).

Tschiersch, B. et al. La proteína codificada por el Drosophila El gen supresor de variegación de efecto de posición Su (var) 3-9 combina dominios de reguladores antagonistas de complejos de genes homeóticos. EMBO J. 13, 3822–3831 (1994).

Rea, S. y col. Regulación de la estructura de la cromatina por metiltransferasas de histona H3 específicas de sitio. Naturaleza 406, 593–599 (2000).

Aagaard, L. et al. Homólogos de mamíferos funcionales del Drosophila El modificador de PEV Su (var) 3-9 codifica proteínas asociadas al centrómero que forman complejos con el componente de heterocromatina M31. EMBO J. 18, 1923–1938 (1999).

Nakayama, J., Rice, J. C., Strahl, B. D., Allis, C. D. & amp Grewal, S. I. Papel de la metilación de la histona H3 lisina 9 en el control epigenético del ensamblaje de heterocromatina. Ciencias 292, 110–113 (2001).

Ekwall, K. y col. Las mutaciones en los factores de silenciamiento de la levadura de fisión clr4 + y rik1 + interrumpen la localización de la proteína Swi6p del dominio cromo y deterioran la función del centrómero. J. Cell Sci. 109, 2637–2648 (1996).

Volpe, T. A. et al. Regulación del silenciamiento heterocromático y metilación de lisina-9 de histona H3 por RNAi. Ciencias 297, 1833–1837 (2002).

Hall, I. M. y col. Establecimiento y mantenimiento de un dominio heterocromatino. Ciencias 297, 2232–2237 (2002).

Verdel, A. et al. Direccionamiento de heterocromatina mediado por ARN por el complejo RITS. Ciencias 303, 672–676 (2004).

Motamedi, M. R. y col. Dos complejos de ARNi, RITS y RDRC, interactúan físicamente y se localizan en ARN centroméricos no codificantes. Celda 119, 789–802 (2004).

Sugiyama, T., Cam, H., Verdel, A., Moazed, D. & amp Grewal, S. I. La ARN polimerasa dependiente de ARN es un componente esencial de un ensamblaje de heterocromatina de acoplamiento de bucle autoaplicable a la producción de ARNip. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos 102, 152–157 (2005). Este artículo mostró la interdependencia entre complejos que median la formación de heterocromatina.

Noma, K. y col. RITS actúa en cis para promover el silenciamiento transcripcional y postranscripcional mediado por interferencia de ARN. Nature Genet. 36, 1174–1180 (2004).

Partridge, J. F., Scott, K. S., Bannister, A. J., Kouzarides, T. y Allshire, R. C. cisEl ADN que actúa de los centrómeros de levadura de fisión media la metilación de la histona H3 y el reclutamiento de factores de silenciamiento y cohesina en un sitio ectópico. Curr. Biol. 12, 1652–1660 (2002).

Partridge, J. F., Borgstrom, B. & amp Allshire, R. C. Dominios de interacción de proteínas distintos y propagación de proteínas en un centrómero complejo. Genes Dev. 14, 783–791 (2000).

Peters, A. H. y col. Partición y plasticidad de estados represivos de metilación de histonas en cromatina de mamíferos. Mol. Celda 12, 1577–1589 (2003).

Rice, J. C. et al. Las histonas metiltransferasas dirigen diferentes grados de metilación para definir distintos dominios de cromatina. Mol.Cell 12, 1591–1598 (2003).

Schotta, G. y col. Una vía de silenciamiento para inducir la trimetilación de H3-K9 y H4-K20 en heterocromatina constitutiva. Genes Dev. 18, 1251–1262 (2004).

Eissenberg, J. C. & amp Elgin, S. C. La familia de proteínas HP1: cómo controlar la cromatina. Curr. Opin. Gineta. Dev. 10, 204–210 (2000).

Tachibana, M. et al. Las histonas metiltransferasas G9a y GLP forman complejos heteroméricos y ambos son cruciales para la metilación de eucromatina en H3-K9. Genes Dev. 19, 815–826 (2005). Muestra que dos metiltransferasas cooperan para mediar la mayor parte de la metilación eucromática de H3-K9.

Tachibana, M. et al. La histona metiltransferasa G9a juega un papel dominante en la metilación eucromática de la histona H3 lisina 9 y es esencial para la embriogénesis temprana. Genes Dev. 16, 1779–1791 (2002).

Nielsen, S. J. et al. Rb se dirige a la metilación de la histona H3 y HP1 a los promotores. Naturaleza 412, 561–565 (2001).

Ait-Si-Ali, S. et al. Un mecanismo dependiente de Suv39h para silenciar los genes de la fase S en células diferenciadoras pero no cíclicas. EMBO J. 23, 605–615 (2004).

Vakoc, C. R., Mandat, S. A., Olenchock, B. A. & amp Blobel, G. A. La metilación de la histona H3 Lisina 9 y HP1γ están asociadas con el alargamiento de la transcripción a través de la cromatina de mamíferos. Mol. Celda 19, 381–391 (2005).

Weiler, K. S. & amp Wakimoto, B. T. Heterocromatina y expresión génica en Drosophila. Annu. Rev. Genet. 29, 577–605 (1995).

Cao, R. & amp Zhang, Y. Las funciones de la metilación de lisina 27 mediada por E (Z) / EZH2 en la histona H3. Curr. Opin. Gineta. Dev. 14, 155–164 (2004).

Ringrose, L. & amp Paro, R. Regulación epigenética de la memoria celular por las proteínas del grupo Polycomb y Trithorax. Annu. Rev. Genet. 38, 413–443 (2004).

Cao, R. y col. Papel de la metilación de la histona H3 lisina 27 en el silenciamiento del grupo Polycomb. Ciencias 298, 1039–1043 (2002).

Czermin, B. y col. Drosophila Los complejos potenciadores de Zeste / ESC tienen una actividad de metiltransferasa de histona H3 que marca los sitios de polycomb cromosómico. Celda 111, 185–196 (2002).

Muller, J. y col. Actividad de histona metiltransferasa de un Drosophila complejo represor del grupo polycomb. Celda 111, 197–208 (2002).

Kuzmichev, A., Nishioka, K., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P. & amp Reinberg, D. Actividad de histona metiltransferasa asociada con un complejo multiproteico humano que contiene la proteína Enhancer of Zeste. Genes Dev. 16, 2893–2905 (2002).

Wang, L. y col. Reclutamiento jerárquico de complejos silenciadores de grupos polycomb. Mol. Celda 14, 637–646 (2004).

Shao, Z. et al. Estabilización de la estructura de la cromatina mediante PRC1, un complejo Polycomb. Celda 98, 37–46 (1999).

Wang, H. y col. Papel de la ubiquitinación de la histona H2A en el silenciamiento de Polycomb. Naturaleza 431, 873–878 (2004). Identifica la enzima responsable de la ubiquitilación de H2A y muestra que esta modificación es necesaria para el silenciamiento del gen Polycomb.

Heard, E. Avances recientes en la inactivación del cromosoma X. Curr. Opin. Cell Biol. 16, 247–255 (2004).

Mak, W. y col. Reactivación del cromosoma X paterno en embriones de ratón tempranos. Ciencias 303, 666–669 (2004). Las referencias 68 y 69 demuestran que la inactivación de X es dinámica en el sentido de que la inactivación de X impresa se invierte en el embrión en desarrollo seguida de una inactivación aleatoria de X.

Okamoto, I., Otte, A. P., Allis, C. D., Reinberg, D. & amp Heard, E. Dinámica epigenética de la inactivación de X impresa durante el desarrollo temprano del ratón. Ciencias 303, 644–649 (2004).

de Napoles, M. et al. Las proteínas del grupo Polycomb Ring1A / B enlazan la ubiquitilación de la histona H2A con el silenciamiento de genes hereditarios y la inactivación de X. Dev. Celda 7, 663–676 (2004).

Fang, J., Chen, T., Chadwick, B., Li, E. & amp Zhang, Y. La ubiquitinación de H2A mediada por Ring1b se asocia con cromosomas X inactivos y participa en el inicio de la inactivación de X. J. Biol. Chem. 279, 52812–52815 (2004).

Plath, K. y col. Papel de la metilación de la lisina 27 de la histona H3 en la inactivación de X. Ciencias 300, 131–135 (2003).

Silva, J. y col. El establecimiento de la metilación de la histona h3 en el cromosoma X inactivo requiere el reclutamiento transitorio de los complejos del grupo polycomb Eed-Enx1. Dev. Celda 4, 481–495 (2003).

Wang, J. y col. Inactivación de X impresa mantenida por un gen del grupo Polycomb de ratón. Nature Genet. 28, 371–375 (2001).

Mager, J., Montgomery, N. D., de Villena, F. P. & amp Magnuson, T. Impresión del genoma regulada por la proteína del grupo Polycomb de ratón Eed. Nature Genet. 33, 502–507 (2003). Establece una conexión entre las proteínas Polycomb y la impronta.

Lewis, A. y col. La impronta en el cromosoma 7 distal en la placenta implica metilación represiva de histonas independiente de la metilación del ADN. Nature Genet. 36, 1291–1295 (2004).

Umlauf, D. y col. La impresión a lo largo del dominio Kcnq1 en el cromosoma 7 de ratón implica la metilación represiva de histonas y el reclutamiento de complejos del grupo Polycomb. Nature Genet. 36, 1296–1300 (2004).

Schmitt, S., Prestel, M. & amp Paro, R. La transcripción intergénica a través de un elemento de respuesta de grupo polycomb contrarresta el silenciamiento. Genes Dev. 19, 697–708 (2005).

Montgomery, N. D. y col. La proteína Eed del grupo polycomb murino es necesaria para la metilación global de la histona H3 lisina-27. Curr. Biol. 15, 942–947 (2005).

Cao, R. & amp Zhang, Y. SUZ12 es necesario tanto para la actividad de la histona metiltransferasa como para la función de silenciamiento del complejo EED-EZH2. Mol. Celda 15, 57–67 (2004).

Pasini, D., Bracken, A. P., Jensen, M. R., Lazzerini Denchi, E. & amp Helin, K. Suz12 es esencial para el desarrollo del ratón y para la actividad de la histona metiltransferasa EZH2. EMBO J. 23, 4061–4071 (2004).

Kuzmichev, A., Jenuwein, T., Tempst, P. & amp Reinberg, D. Diferentes complejos que contienen EZH2 se dirigen a la metilación de la histona H1 o la histona nucleosómica H3. Mol. Celda 14, 183–193 (2004).

Ng, H. H., Robert, F., Young, R. A. & amp Struhl, K. El reclutamiento dirigido de la histona metilasa Set1 mediante el alargamiento de Pol II proporciona una marca localizada y un recuerdo de la actividad transcripcional reciente. Mol. Celda 11, 709–719 (2003).

Xiao, T. et al. La fosforilación de la ARN polimerasa II CTD regula la metilación de H3 en la levadura. Genes Dev. 17, 654–663 (2003).

Krogan, N. J. y col. Metilación de histona H3 por Set2 en Saccharomyces cerevisiae está relacionado con el alargamiento de la transcripción por la ARN polimerasa II. Mol. Celda. Biol. 23, 4207–4218 (2003).

Li, B., Howe, L., Anderson, S., Yates, J. R., 3rd & amp Workman, J. L. La histona Metiltransferasa de Set2 funciona a través del dominio carboxilo terminal fosforilado de la ARN polimerasa II. J. Biol. Chem. 278, 8897–8903 (2003).

Xiao, T. et al. La ubiquitilación de la histona H2B está asociada con el alargamiento de la ARN polimerasa II. Mol. Celda. Biol. 25, 637–651 (2005).

Briggs, S. D. y col. Silenciamiento de genes: vía reguladora de trans-histonas en cromatina. Naturaleza 418, 498 (2002).

Dover, J. y col. La metilación de la histona H3 por COMPASS requiere la ubiquitinación de la histona H2B por Rad6. J. Biol Chem. 277, 28368–28371 (2002).

Ng, H. H., Xu, R. M., Zhang, Y. & amp Struhl, K. Se requiere la ubiquitinación de histona H2B por Rad6 para la metilación eficiente mediada por Dot1 de la histona H3 lisina 79. J. Biol. Chem. 277, 34655–34657 (2002).

Henry, K. W. y col. Activación transcripcional a través de ubiquitilación y desubiquitilación secuencial de histonas H2B, mediada por Ubp8 asociada a SAGA. Genes Dev. 17, 2648–2663 (2003).

Daniel, J. A. et al. La desubiquitinación de la histona H2B por un complejo de acetiltransferasa de levadura regula la transcripción. J. Biol. Chem. 279, 1867–1871 (2004).

Kao, C. F. y col. Rad6 juega un papel en la activación transcripcional a través de la ubiquitilación de la histona H2B. Genes Dev. 18, 184–195 (2004).

Henry, K. W. & amp Berger, S. L. Modificaciones de histonas trans-cola: ¿cuña o puente? Estructura de la naturaleza. Biol. 9, 565–566 (2002).

Ezhkova, E. & amp Tansey, W. P. Las ATPasas proteasomales vinculan la ubiquitilación de la histona H2B con la metilación de la histona H3. Mol. Celda 13, 435–442 (2004).

Santos-Rosa, H. et al. Los genes activos están trimetilados en K4 de la histona H3. Naturaleza 419, 407–411 (2002).

Bernstein, B. E. et al. Metilación de histona H3 Lys 4 en regiones codificantes de genes activos. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos 99, 8695–8700 (2002).

Pokholok, D. K. y col. Mapa de todo el genoma de la acetilación y metilación de nucleosomas en levadura. Celda 122, 517–527 (2005). Demuestra la generalidad de trabajos anteriores que investigan la distribución de modificaciones de histonas en genes activos y silenciosos.

Briggs, S. D. y col. La metilación de la lisina 4 de la histona H3 está mediada por Set1 y es necesaria para el crecimiento celular y el silenciamiento del ADNr en Saccharomyces cerevisiae. Genes Dev. 15, 3286–3295 (2001).

Nagy, P. L., Griesenbeck, J., Kornberg, R. D. & amp Cleary, M. L. Un complejo de grupo tritórax purificado de Saccharomyces cerevisiae se requiere para la metilación de la histona H3. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos 99, 90–94 (2002).

Wang, H. y col. mAM facilita la conversión por ESET de dimetil en trimetil lisina 9 de histona H3 para causar represión transcripcional. Mol. Celda 12, 475–487 (2003).

Schlichter, A. & amp Cairns, B. R. La trimetilación de histonas por Set1 está coordinada por los dominios RRM, autoinhibidores y catalíticos. EMBO J. 24, 1222–1231 (2005).

Laribee, R. N. et al. La quinasa BUR regula selectivamente la trimetilación de H3-K4 y la ubiquitilación de H2B mediante el reclutamiento del complejo de alargamiento de PAF. Curr. Biol. 15, 1487–1493 (2005). Identifica una vía reguladora que regula el estado de metilación.

Santos-Rosa, H. et al. La metilación de la histona H3-K4 media la asociación de la ATPasa Isw1p con la cromatina. Mol. Celda 12, 1325–1332 (2003).

Timmers, H. T. & amp Tora, L. SAGA dieron a conocer. Trends Biochem. Sci. 30, 7–10 (2005).

Dou, Y. y col. Asociación física y función coordinada de la metiltransferasa MLL1 de H3-K4 y la MOF de acetiltransferasa de H4 K16. Celda 121, 873–885 (2005).

Feng, Q. et al. La metilación de H3-lisina 79 está mediada por una nueva familia de HMTasas sin un dominio SET. Curr. Biol. 12, 1052–1058 (2002).

van Leeuwen, F., Gafken, P. R. & amp Gottschling, D. E. Dot1p modula el silenciamiento en la levadura por metilación del núcleo del nucleosoma. Celda 109, 745–756. (2002).

Ng, H. H. y col. La metilación de lisina dentro del dominio globular de la histona H3 por Dot1 es importante para el silenciamiento telomérico y la asociación de proteínas Sir. Genes Dev. 16, 1518–1527 (2002).

Lacoste, N., Utley, R. T., Hunter, J. M., Poirier, G. G. & amp Cote, J. El disruptor del silenciamiento telomérico-1 es una metiltransferasa de histona H3 específica de cromatina. J. Biol. Chem. 277, 30421–30424 (2002).

Ng, H. H., Ciccone, D. N., Morshead, K. B., Oettinger, M. A. & amp Struhl, K. La lisina-79 de la histona H3 está hipometilada en loci silenciados en células de levadura y de mamíferos: un mecanismo potencial para la variegación por efecto de posición. Proc. Natl Acad. Sci. Estados Unidos 100, 1820–1825 (2003).

Okada, Y. et al. hDOT1L vincula la metilación de histonas con la leucemogénesis. Celda 121, 167–178 (2005). Este estudio proporciona evidencia de que las proteínas de fusión MLL-AF10 inducen leucemia a través del reclutamiento de la metilación de DOT1L y H3-K79 en genes diana.

Bannister, A. J., Schneider, R. & amp Kouzarides, T. Metilación de histonas: ¿dinámica o estática? Celda 109, 801–806 (2002).

Cuthbert, G. L. y col. La desiminación de histonas antagoniza la metilación de la arginina. Celda 118, 545–553 (2004). Las referencias 114 y 115 son las primeras demostraciones de una enzima capaz de revertir la metilación de histonas.

Wang, Y. et al. El PAD4 humano regula los niveles de metilación de histona arginina mediante desmetiliminación. Ciencias 306, 279–283 (2004).

Shi, Y. et al. Desmetilación de histonas mediada por el homólogo de la amino oxidasa nuclear LSD1. Celda 119, 941–953 (2004). Identifica la primera histona lisina desmetilasa.

Lee, M. G., Wynder, C., Cooch, N. & amp Shiekhattar, R. Un papel esencial para CoREST en la desmetilación nucleosomal de la histona 3 lisina 4. Naturaleza 437, 432–435 (2005).

Metzger, E. et al. El LSD1 desmetila las marcas de histonas represivas para promover la transcripción dependiente del receptor de andrógenos. Naturaleza 437, 436–439 (2005).

Clissold, P. M. & amp Ponting, C. P. JmjC: dominios similares a metaloenzimas de cupina en jumonji, sin pelo y fosfolipasa A2β. Trends Biochem. Sci. 26, 7–9 (2001).

Trewick, S. C., McLaughlin, P. J. y Allshire, R. C. Metilación: ¿se pierde en la hidroxilación? Rep. EMBO 6, 315–320 (2005).

Varambally, S. et al. La proteína del grupo polycomb EZH2 está involucrada en la progresión del cáncer de próstata. Naturaleza 419, 624–629 (2002).

Fang, J. y col. Purificación y caracterización funcional de SET8, una metiltransferasa específica de histona H4-lisina 20 nucleosomal. Curr. Biol. 12, 1086–1099 (2002).

Nishioka, K. et al. PR-Set7 es una metiltransferasa específica de nucleosoma que modifica la lisina 20 de la histona H4 y está asociada con la cromatina silenciosa. Mol. Celda 9, 1201–1213 (2002).

Xiao, B. y col. Especificidad y mecanismo de la histona metiltransferasa Pr-Set7. Genes Dev. 19, 1444–1454 (2005).

Karachentsev, D., Sarma, K., Reinberg, D. & amp Steward, R. La metilación dependiente de PR-Set7 de la histona H4 Lys 20 funciona en la represión de la expresión génica y es esencial para la mitosis. Genes Dev. 19, 431–435 (2005).

Julien, E. & amp Herr, W. Un cambio en el estado de metilación de la lisina 20 de la histona mitótica H4 está relacionado con los defectos de la fase M tras la pérdida de HCF-1. Mol. Celda 14, 713–725 (2004).

Bird, A. Patrones de metilación del ADN y memoria epigenética. Genes Dev. 16, 6–21 (2002).

Tamaru, H. & amp Selker, E. U. Una histona H3 metiltransferasa controla la metilación del ADN en Neurospora crassa. Naturaleza 414, 277–283 (2001).

Jackson, J.P., Lindroth, A. M., Cao, X. & amp Jacobsen, S. E. Control de la metilación del ADN de CpNpG mediante la metiltransferasa de histona H3 de KRYPTONITE. Naturaleza 416, 556–560 (2002).

Lehnertz, B. et al. La metilación de lisina 9 de histona H3 mediada por Suv39h dirige la metilación del ADN a las principales repeticiones satélite en la heterocromatina pericéntrica. Curr. Biol. 13, 1192–1200 (2003).

Freitag, M., Hickey, P. C., Khlafallah, T. K., Read, N. D. & amp Selker, E. U. HP1 es esencial para la metilación del ADN en la neurospora. Mol. Celda 13, 427–434 (2004).

Bachman, K. E. y col. Modificaciones de histonas y silenciamiento antes de la metilación del ADN de un gen supresor de tumores. Célula cancerosa 3, 89–95 (2003).

Sarraf, S. A. & amp Stancheva, I. La proteína de unión de metil-CpG MBD1 acopla la metilación de la histona H3 en la lisina 9 por SETDB1 a la replicación del ADN y el ensamblaje de la cromatina. Mol.Cell 15, 595–605 (2004). Demuestra que la metilación del ADN puede dirigir la metilación de histonas durante la replicación del ADN.


Introducción

En las células eucariotas, el ADN se empaqueta como cromatina cuyas unidades funcionales son nucleosomas. Cada nucleosoma está compuesto por un octámero de cuatro histonas centrales (H3, H4, H2A y H2B), alrededor de las cuales se envuelven 147 pares de bases de ADN [1]. Las regiones globulares de las histonas forman el núcleo del nucleosoma, mientras que las colas N-terminales sobresalen de los nucleosomas y están enriquecidas con una variedad de modificaciones postraduccionales (PTM). Las PTM también pueden ocurrir en la superficie lateral de las regiones del núcleo del nucleosoma de las histonas que están en contacto con el ADN [2], con modificaciones tanto de la cola como del núcleo que influyen en la estructura de la cromatina al alterar la carga neta de las histonas, al alterar las interacciones entre los nucleosomas. y facilitando el reclutamiento de proteínas específicas como las proteínas que contienen dominios bromo, cromo, Tudor, PWWP, MBT y PHD [1].

Las modificaciones de las histonas y las enzimas que las implementan pueden contribuir a la compactación de la cromatina, la dinámica de los nucleosomas y la transcripción. Estas modificaciones se pueden implementar en respuesta a estímulos intrínsecos y externos. La desregulación de estos procesos puede cambiar el equilibrio de la expresión génica y, por lo tanto, se observan con frecuencia en cánceres humanos, ya sea por ganancia o pérdida de función, sobreexpresión, supresión por hipermetilación del promotor, translocación cromosómica o mutaciones de las enzimas / complejos modificadores de histonas o incluso el sitio de modificación de la histona [2, 3, 4]. De hecho, las mutaciones en las proteínas unidas a la cromatina se encuentran entre las principales dianas que presentan mutaciones frecuentes en el cáncer [5]. La desregulación de ciertas proteínas asociadas a la cromatina puede actuar como impulsores en ciertos tipos de cáncer [6, 7]. En consecuencia, pueden producirse proliferación, invasión y metástasis y quimiorresistencia celulares anormales durante la progresión de la enfermedad [8]. Sin embargo, todavía hay una base sustancial de conocimiento que debe adquirirse para definir las funciones de las modificaciones de histonas y su maquinaria enzimática durante el desarrollo y la configuración de la enfermedad.

Esta revisión se centra en el progreso reciente en nuestra comprensión de las modificaciones de histonas en mamíferos, destacando los mecanismos de las PTM en el cáncer con la disponibilidad de nuevos ensayos, técnicas e inhibidores para el mapeo fino de las modificaciones en todo el genoma y el potencial de uso en el tratamiento de cánceres. Definiremos qué marcas son epigenéticas, y por qué y cómo se mantiene el equilibrio entre diferentes modificaciones para una adecuada regulación de la expresión génica. También abordaremos las modificaciones de las histonas en el cáncer como biomarcadores de la progresión y / o pronóstico del cáncer.

Modificaciones, modificadores de histonas y sus funciones en el desarrollo y los cánceres.

La activación y represión de la transcripción están controladas por una serie de modificadores de histonas y proteínas unidas a la cromatina. Se mantiene un equilibrio entre modificaciones y modificadores específicos en el estado estable de la célula para mantener la estructura de la cromatina, ejecutar el programa de expresión génica adecuado y controlar el resultado biológico (Fig. 1). Una vez que se interrumpe el equilibrio, los fenotipos celulares pueden alterarse y prepararse para el inicio y la progresión de la enfermedad [9,10,11]. Por lo tanto, comprender las funciones de los reguladores clave de las modificaciones de histonas nos ayudará a desarrollar sondas químicas para mantener la homeostasis y restaurar el estado de equilibrio de la célula (Fig. 2).

Estados equilibrados de transcripción mantenidos por las versátiles proteínas de cromatina y modificaciones de histonas. Los estados equilibrados de transcripción se mantienen mediante los modificadores de cromatina y las modificaciones de histonas. Las enzimas modificadoras de histonas se representan como manzanas (activación) y naranjas (represión) en los dos platos de pesaje, respectivamente. Los estados de la cromatina se mantienen y equilibran mediante una serie de marcas de activación y de represión. Las marcas de histonas resaltadas en negrita se consideran características distintivas de eucromatina (H4K16ac) y heterocromatina (H3K9me3 y H3K27me3) respectivamente.

Restauración farmacológica del equilibrio epigenético de la expresión génica en cánceres humanos. a La translocación de MLL y SEC promueven la leucemogénesis en la leucemia con reordenamiento de MLL. Mejorar el reclutamiento de MLL1 de tipo salvaje a cromatina secuestrando las vías IL1 / IRAK4 y CKII / tasapse1 desplaza la quimera MLL y SEC e inhibe la leucemogénesis. B La mutación MLL3 en el PHD conduce a la pérdida de la función de MLL3 / COMPASS y disminuye la metilación del potenciador H3K4. La inhibición de EZH2 por moléculas pequeñas (p. Ej., GSK-126) inhibe la actividad enzimática de EZH2 y disminuye la metilación de H3K27 para restaurar la expresión del gen supresor de tumores. C La mutación H3K27M conduce al aumento global de la acetilación de H3K27 y la expresión génica aberrante. La inhibición de BRD4 por moléculas pequeñas (p. Ej., JQ-1) desplaza la proteína de la cromatina y restaura la expresión génica de tipo normal e inhibe la progresión de DIPG

Enfocamos principalmente esta revisión en la metilación, acetilación y ubiquitinación de los PTM asociados con el desarrollo y los cánceres. Los otros tipos de modificaciones, incluidas las que se han identificado recientemente, también se analizarán brevemente hacia el final de la revisión. Los principales tipos de modificaciones de histonas en las colas o dentro del núcleo del nucleosoma que se analizan en esta revisión se resumen en la Tabla 1.

Metilación

La metilación de histonas es un proceso dinámico con funciones clave en el desarrollo y la diferenciación [30, 31]. Por ejemplo, las metiltransferasas H3K4 juegan un papel crucial en la regulación del gen Hox durante la etapa de desarrollo [32, 33]. Es probable que los niveles aberrantes de metilación de histonas jueguen un papel causal en la tumorigénesis. Los resultados de la metilación en histonas dependen en gran medida del contexto y pueden asociarse con diferentes estados de expresión génica. La metilación de histonas está íntimamente asociada con la regulación transcripcional al influir en la arquitectura de la cromatina, reclutar factores transcripcionales, interactuar con factores de iniciación y alargamiento y afectar el procesamiento del ARN [34].

La metilación de histonas tiene lugar en los átomos de nitrógeno de la cadena lateral de los residuos de lisina y arginina, principalmente en la histona H3 seguida de la H4 [35]. Existen múltiples estados de metilación para la metilación de lisina y arginina, y estos pueden provocar diferentes resultados para la regulación transcripcional. La lisina puede ser mono, di o trimetilada por seis clases principales de complejos de histona lisina metiltransferasa (KMT1-6) [36]. La familia KMT1 contiene al menos cuatro miembros en mamíferos, incluidos SUV39H1 / 2, G9a, GLP y SETDB1, con H3K9 como sustrato para la metilación [37, 38]. Las enzimas de la familia KMT2 se encuentran dentro del complejo macromolecular llamado complejo de proteínas asociado con Set1 (COMPASS) y depositan marcas mono, di o trimetil en H3K4 [16,17,18]. La familia KMT3 contiene NSD1, NSD2 (WHSC1) y NSD3 (WHSC1L1) y principalmente metila H3K36 [39]. La familia KMT4 tiene DOT1L como único miembro, que implementa la metilación H3K79 [24, 40]. La familia KMT5 comprende PR-Set7 y SUV4-20H1 / 2, que implementan la monometilación y di- / trimetilación de H4K20, respectivamente [41]. La familia KMT6 incluye las enzimas EZH1 y EZH2 funcionalmente redundantes para la mono, di y trimetilación de H3K27 [23].

Se sabe que la metilación de lisina es un proceso reversible desde el descubrimiento de la lisina desmetilasa LSD1 [42]. Hay al menos seis familias de histonas lisina desmetilasas con funciones únicas y superpuestas. La familia KDM1 incluye LSD1 (KDM1A) y LSD2 (KDM1B), los cuales pueden desmetilar H3K4me2 / me1 pero no H3K4me3 [42, 43]. Además, LSD1 también puede trabajar en la desmetilación de H3K9 mediante el cambio de su complejo represivo con la interacción CoREST a un complejo activador con la interacción del receptor de andrógenos (AR) [19, 44,45,46]. Todos los demás miembros de la familia de lisina desmetilasas albergan el dominio Jumonji (JmjC), que debido a la diferente química involucrada tiene el potencial de eliminar la marca de trimetilo, a diferencia de la familia LSD. JHDM1A (KDM2A) y JHDM1B (KDM2B) pertenecen a la familia KDM2 con actividades hacia H3K36me2 / me1 y H3K4me3 [19]. JHDM1A fue la primera desmetilasa que contiene un dominio JmjC identificado [47]. La familia KDM3 comprende KDM3A, KDM3B y JMJD1C, con actividades desmetilasa para H3K9me2 / me1 [19]. La familia KDM4 incluye KDM4A, KDM4B, KDM4C y KDM4D, con diversas actividades de desmetilasa hacia H3K9me3 / me2 y H3K36me3 / me2. La familia KDM5 contiene KDM5A, KDM5B, KDM5C y KDM5D, todos los cuales pueden desmetilar H3K4me3 / me2. La familia KDM6 incluye UTX (KDM6A), JMJD3 (KDM6B) y UTY. UTX y JMJD3 son específicos para H3K27me3 / me2, mientras que el parálogo ligado a Y, UTY, tiene poca actividad catalítica. Varios de los KDM se han considerado factores que contribuyen al desarrollo de cánceres múltiples y, por lo tanto, se han postulado como posibles dianas farmacológicas. Los inhibidores de KDM podrían ser valiosos tanto para dilucidar sus funciones celulares como para posibles terapias [48, 49, 50].

Las marcas de metilación mejor caracterizadas en los residuos de lisina asociados con la activación transcripcional incluyen H3K4 [51], H3K36 [39] y H3K79 [24], y las metilaciones asociadas a la represión transcripcional ocurren en H3K9 [37], H4K20 [41] y H3K27 [52] (figura 1). En particular, la coexistencia de grandes regiones de metilación de H3K27 que albergan regiones más pequeñas de marcas de metilación de H3K4 constituyen los "dominios bivalentes", que se cree que son importantes para mantener la pluripotencia al silenciar los genes del desarrollo en las células madre embrionarias (ESC) mientras se mantienen en equilibrio. para la activación durante la etapa de desarrollo [53,54,55]. La alteración del equilibrio de estas modificaciones de histonas de la expresión génica puede contribuir a la patogénesis de los cánceres [9, 10].

La metilación de la histona H3K4 es implementada por metiltransferasas en la familia COMPASS que incluye SET1A, SET1B y MLL1-4 en potenciadores y promotores [16, 54, 56, 57, 58, 59, 60]. También se ha demostrado que diferentes subunidades de COMPASS regulan la di y / o trimetilación de H3K4, incluidas WDR5, Ash2L, RbBP5 y Dyp30, que son subunidades compartidas por todos los miembros de la familia COMPASS [61, 62]. SET1A y SET1B principalmente trimetilan la histona H3K4 en los promotores [16, 63], aunque la mayoría de SET1B se localiza en el citoplasma [57]. Curiosamente, la función oncogénica de SET1A se ha implicado en la metástasis del cáncer de mama, el cáncer de pulmón y la tumorigénesis del cáncer colorrectal mediante la metilación de histonas y el sustrato no histona YAP, respectivamente [64, 65]. MLL1 y MLL2 implementan di y trimetilación en promotores y / o elementos de respuesta de Polycomb (PRE), y MLL2 también puede metilar H3K4 en ambos promotores de genes bivalentes y potenciadores [17, 54, 59]. Curiosamente, el dominio SET MLL1 reconstituido con complejo WRAD le permite mono-, di- y trimetilar H3K4 in vitro [61, 66], aunque la actividad de monometilación de MLL1 in vivo no se ha demostrado hasta ahora. MLL3 y MLL4 son capaces de monometilación de H3K4 en potenciadores [67]. La cinética de metilación por el complejo de núcleo MLL1 demostrada en los ensayos de reconstitución in vitro sugiere que la di- o trimetilación por SET1A, SET1B, MLL1 y MLL2 puede no requerir la monometilación por MLL3 y MLL4. Esto también fue apoyado por la localización genómica distinta de diferentes metiltransferasas COMPASS demostrado en ChIP-seq de estos factores [58, 59, 67, 68].

Aunque las estructuras de la familia COMPASS de metiltransferasas H3K4 se han resuelto recientemente [61, 69, 70], los inhibidores de moléculas pequeñas que inhiben directamente las actividades enzimáticas aún no están disponibles. El desarrollo de estos inhibidores no solo serviría como herramientas moleculares para diseccionar las funciones detalladas, sino que también contribuiría al tratamiento clínico de varios cánceres con actividades aberrantes o expresión de metiltransferasas COMPASS. Además de la actividad de metiltransferasa bien estudiada de la familia COMPASS, se han dedicado esfuerzos recientes a investigar las funciones catalíticas independientes de las metiltransferasas COMPASS (y el mismo enfoque podría aplicarse a otros tipos de modificadores de histonas) [58, 71, 72, 73,74]. Por ejemplo, el requisito de SET1A en la proliferación y autorrenovación de ESC no se ve afectado por la eliminación del dominio SET catalítico, mientras que el dominio SET es necesario para una diferenciación adecuada [58]. Asimismo, SET1B, independiente de su dominio SET, es esencial para suprimir la señalización de ADIPOR1 en el citoplasma para provocar un efecto tumorigénico [57]. Dada la importancia de la señalización de SET1B-ADIPOR1 en el cáncer de mama triple negativo (TNBC), AdipoRon, el agonista de ADIPOR1, se ha propuesto como una nueva estrategia terapéutica para el tratamiento clínico de TNBC [57].

MLL1 se muta con frecuencia a través de la translocación con otros compañeros oncogénicos en la leucemia mieloide y linfoide aguda (AML y ALL), lo que explica

80% de la leucemia infantil y 5-10% de la leucemia del adulto [75]. Las proteínas quiméricas carecen del dominio SET catalítico de MLL1 e impulsan la leucemogénesis. Recientemente, identificamos estrategias para el tratamiento de la leucemia con reordenamiento de MLL mediante la estabilización de la copia de tipo salvaje de MLL para atenuar la transcripción aberrante mediada por proteínas de fusión MLL y su cofactor oncogénico, el complejo de superelongación (SEC) [76, 77 ] (Fig. 2a). Estos estudios también indican que no solo las actividades catalíticas sino también los niveles de proteína / renovación de proteínas determinan el resultado de sus actividades. No obstante, anular por completo las proteínas de fusión oncogénicas sigue siendo un problema difícil de abordar en la leucemia con reordenamiento de MLL.

Se ha encontrado que tanto MLL3 como MLL4 están altamente mutadas en el cáncer [4, 10, 18, 78]. MLL3 tiene un punto caliente de mutación en el grupo de homeodominio vegetal (PHD), mientras que las mutaciones MLL4 se distribuyen de manera más uniforme por toda la proteína [10, 18]. Nuestro estudio reciente documentó que las mutaciones dentro del clúster MLL3 PHD interrumpen su interacción con el supresor de tumores BAP1 y se correlaciona con una mala supervivencia del paciente [10]. Dado que la actividad catalítica MLL3 y MLL4 es prescindible para el desarrollo y la síntesis de ARN potenciador [72, 73], será importante investigar las funciones supresoras de tumores catalíticas y no catalíticas de estas proteínas.

La marca de histona H3K4me3 puede ayudar a reclutar los factores de remodelación de cromatina CHD1 [79] y BPTF [80], remodeladores de cromatina que pueden ayudar a abrir la cromatina. Además, nuestro laboratorio descubrió que BRWD2 / PHIP puede reconocer las marcas de metilación de H3K4 a través de un dominio CryptoTudor adyacente a un bromodominio, lo que sugiere una sinergia entre la acetilación y la metilación en la regulación de la transcripción de esta proteína [81]. La focalización farmacológica de la actividad catalítica de las metiltransferasas COMPASS, las interacciones proteína-proteína (PPI) entre las subunidades clave de COMPASS, o la unión de proteínas a H3K4 metilado, se pueden aprovechar para facilitar aún más la comprensión de los eventos posteriores y abrir nuevos enfoques terapéuticos para tratamiento para el cáncer. Los disruptores PPI de la interacción Menin-MLL, a saber, MI-463, MI-503 y M-525 [82, 83] y OICR-9429 para la interacción WDR5-MLL [84], se han desarrollado con la esperanza de tratar MLL -leucemia reordenada y mutante CEBPA. En la Tabla 2 se incluye una lista completa de los compuestos discutidos en esta revisión.

La histona H3K36me3 se detecta en el cuerpo de genes transcritos activamente debido a la asociación de la enzima SET2 con la forma fosforilada de CTD de RNA Pol II [39]. La función de H3K36me2, implementada por ASH1L y la familia NSD1-3, se comprende menos. Recientemente, se demostró que se produce una diafonía potencial entre H3K4me3 y H3K36me2 en el centro de LEDGF [98]. LEDGF interactúa directamente con Menin y MLL1 a través de su dominio de unión a integrasa y es necesario para la transcripción dependiente de MLL1 y la transformación leucémica [99, 100]. Mientras tanto, LEDGF se une a H3K36 dimetilado a través de su dominio PWWP [98, 101]. El LEDGF ha atraído cada vez más atención desde que los estudios han demostrado que el LEDGF es esencial en la leucemia con reordenamiento de MLL, pero no en la hematopoyesis, lo que aumentó el potencial terapéutico de dirigirse al LEDGF de manera efectiva sin efectos secundarios generales en el sistema hematopoyético [102, 103]. Debido a las funciones multifacéticas de LEDGF y sus interacciones con una gran cantidad de proteínas con funciones divergentes [99, 104, 105], es necesario determinar si su función durante la leucemogénesis depende de MLL1. Se ha obtenido un éxito limitado en el tratamiento de la leucemia con reordenamiento de MLL dirigiendo LEDGF utilizando CP65, un péptido cíclico utilizado para la inhibición de la replicación viral del VIH, ya que el mismo dominio en LEDGF se une tanto a la integrasa del VIH como a MLL1 [92]. La degradación de LEDGF puede ser una nueva dirección utilizando la tecnología de quimera dirigida por proteólisis (PROTAC) [106] que se discutirá en secciones posteriores. H3K36 me3 también puede prevenir la metilación por PRC2 del residuo H3K27 cercano en la misma cola de histona [107].

La marca de metilación de la histona H3K79 implementada por DOT1L, la única enzima responsable de la deposición, se encuentra en el dominio globular de las histonas correlacionadas con la expresión génica activa [2, 40, 108]. DOT1L es también la única enzima que cataliza la metilación de lisina que tiene una metiltransferasa distinta de un dominio SET, y hasta la fecha no se ha identificado una desmetilasa para H3K79. DOT1L se encuentra en un complejo llamado DotCom con translocación MLL socios AF9, o su parálog ENL, y AF10 [109]. La actividad de DOT1L también promueve la proliferación de células de cáncer de mama y la metástasis [110]. La regulación al alza aberrante de la metilación de H3K79 en la leucemia [111] condujo al desarrollo y uso del inhibidor de DOT1L EPZ-5676 para el tratamiento de la leucemia con reordenamiento de MLL [85], que se encuentra actualmente en investigación clínica [86].

Las metilaciones de histonas H3K9 y H3K27 son necesarias para la formación de distintas formas de heterocromatina [112]. Se ha propuesto que las histonas H3K9me3 y H3K27me3 son las únicas “marcas epigenéticas” verdaderas, ya que han definido mecanismos para ser heredables después de la replicación del ADN [112]. Las maquinarias de deposición de H3K9me3 y H3K27me3 comparten un mecanismo distinto de "escritura y lectura" con actividad enzimática y la capacidad de unirse y reconocer la modificación dentro de la misma enzima o complejo enzimático, lo que permite un ciclo de retroalimentación positiva. Para H3K9me3, SUV39H1 contiene tanto el módulo de escritura y lectura (cromodominio y dominio SET) [113] y el reconocimiento de metil-lisina promueve aún más la actividad de metilación [114].Proteínas HP1: HP1α (CBX5), HP1β (CBX1) y HP1γ (CBX3), contienen el cromodominio de unión a metil-lisina [115] y desempeñan funciones importantes en la formación de heterocromatina. La metilación de la histona H3 lisina 9 escrita por SUV39H1 crea un sitio de unión para las proteínas HP1, que a su vez reclutan más SUV39H1, y este mecanismo contribuye a la propagación de la formación de heterocromatina [116]. En el caso de H3K27me3, EZH2 implementa la metilación de H3K27 dentro del complejo PRC2, mientras que la subunidad EED reconoció esta metilación y alostéricamente activa aún más el dominio SET de EZH2 [23, 117]. Similar a las distintas distribuciones de H3K4me1 / 2/3 por la familia COMPASS, las distribuciones de H3K27me1 / 2/3 en todo el genoma son mutuamente excluyentes entre sí, con H3K27me3 principalmente en los promotores (especialmente en los genes bivalentes), H3K27me2 en las regiones intergénicas y H3K27me1 en los cuerpos de genes de genes transcritos activamente [9]. Debido a que las subunidades EZH2 y SUZ12 de PRC2 son necesarias para la estabilidad de HP1α, la metilación de los marcadores de heterocromatina H3K27me3 y H3K9 pueden cooperar para mantener la proteína heterocromatina 1α en la cromatina, destacando los cruces cruciales entre las vías de silenciamiento génico H3K9me2 / 3 y H3K27me3 [118]. Los inhibidores de EZH2 se utilizan con frecuencia para prevenir la metilación de histonas no deseadas de genes supresores de tumores cuando EZH2 se expresa de forma aberrante en células cancerosas o muta (ganancia de función, Y641 en el dominio SET) [9, 77, 119]. Nuestro estudio reciente demostró que las células cancerosas que albergan mutaciones MLL3 PHD son más sensibles al agotamiento de EZH2, SUZ12 y EED en el complejo PRC2 [10]. Aprovechar la letalidad sintética y la dependencia del eje regulador MLL3-UTX-PRC2 es una estratificación terapéutica prometedora para el uso de inhibidores de EZH2 (Fig. 2b).

Además de las mutaciones frecuentes de un amplio espectro de modificadores de histonas, se ha descubierto que varias mutaciones en las colas de histonas (H3K27M, H3K36M y H3G34V / R) se asocian con la tumorigénesis en diferentes tipos de cánceres [120]. Una característica común de las "oncohistonas" mutadas es que todas impiden el depósito de la modificación de la histona adecuada en el sitio de la mutación, o los residuos circundantes en el caso de la mutación H3G34, lo que conduce a la reprogramación transcripcional y la tumorigénesis [120]. Se ha descubierto una sustitución recurrente de un solo nucleótido que da como resultado H3.3K27M en los gliomas pontinos intrínsecos difusos (DIPG) acompañada de una pérdida global de H3K27me3 y una actividad catalítica reducida de PRC2, pero niveles más altos de acetilación de H3K27, lo que lo hace prometedor para la terapia de inhibición de BRD4 [ 9, 87] (figura 2c). La mutación de la histona H3K36M se encuentra en el condroblastoma, el carcinoma de células escamosas de cabeza y cuello y el cáncer colorrectal, mientras que las mutaciones H3G34V / R se han encontrado tanto en el glioma como en el cáncer de hueso [120]. A pesar del progreso limitado en la comprensión de las funciones de estas histonas mutadas en el desarrollo del cáncer, existe una necesidad insatisfecha de realizar un estudio completo de letalidad sintética para investigar si los tumores que portan ciertas mutaciones son más dependientes de ciertas vías de señalización para la exploración de posibles estrategias terapéuticas. para adaptar de forma más eficaz los regímenes de tratamiento para los pacientes.

La metilación de H4K20 se asocia tanto con la activación como con la represión de la transcripción, dependiendo de los estados de metilación. H4K20me1 catalizada por PR-Set7 se asocia con la activación y el marcado de puntos de origen para la replicación del ADN [121, 122]. Por otro lado, H4K20me2 / 3 catalizada por SUV4-20H1 / 2 se asocia con la represión de la transcripción al mantener la heterocromatina pericéntrica y telomérica [121]. La metilación de H4K20me2 / 3 puede mejorar la condensación de cromatina in vitro [25]. La pérdida de H4K20me3 se ha descrito como un sello distintivo del cáncer [26]. La regulación dinámica de la metilación de H4K20 se informó recientemente en C. elegans, donde se descubrió que una nueva subfamilia de desmetilasas de histonas Jumonji C (JmjC), DPY-21, convierte H4K20me2 en H4K20me1 para controlar la estructura de orden superior de los dos cromosomas X femeninos, promover la compactación cromosómica y reprimir la expresión génica [27] . Queda por investigar si la contraparte humana, RSBN1, tiene un papel en la reducción de H4K20me3 en el cáncer humano.

Además de los estados versátiles de metilación de lisina, los residuos de arginina también se pueden modificar mediante monometilación y dimetilación simétrica y asimétrica (MMA, SDMA y ADMA) mediante un subconjunto de proteínas arginina metiltransferasas (PRMT) que incluyen PRMT1, CARM1, PRMT5 y PRMT6. [123, 124]. La eliminación de la metilación de la arginina puede ocurrir a través de su deiminación a citrulina por PADI4 [21] (consulte la sección “Otros tipos de modificaciones de histonas” para una discusión más detallada). Los PRMT metilan no sólo las colas de histonas, sino también un gran número de sustratos que no son histonas [123]. Esto debe tenerse en cuenta al interpretar estudios que utilizan inhibidores de PRMT, ya que los resultados pueden afectar a numerosas vías de señalización reguladas por los sustratos de un miembro de PRMT en particular. No obstante, se ha logrado el éxito en el desarrollo de inhibidores específicos para CARM1 / PRMT4 para el tratamiento del mieloma múltiple [125], que pueden metilar H3R17me2a y H3R26me2a implicados en la activación transcripcional [123].

A pesar del tremendo progreso realizado en el descubrimiento de las familias de las histonas metiltransferasas, demetilasas y las mutaciones de las histonas en el cáncer, todavía queda mucho por aprender sobre las funciones biológicas de estas proteínas y su interacción en diferentes etapas de desarrollo y escenarios de enfermedades.

Acetilación

La acetilación es una modificación reversible del grupo ε-amino de los residuos de lisina que está controlada por dos grupos de enzimas: histonas acetiltransferasas (HAT) [126] e histonas desacetilasas (HDAC) [91]. Hay tres familias principales de HAT en humanos que están bien estudiadas, incluidas GNAT (HAT1, GCN5, PCAF), MYST (Tip60, MOF, MOZ, MORF, HBO1) y p300 / CBP [127]. En particular, los HAT también pueden catalizar la acetilación de una amplia gama de proteínas que no son histonas, incluidos los supresores de tumores y oncogenes, a saber, p53, Rb y Myc para regular la estabilidad de las proteínas, la unión al ADN, la interacción proteína-proteína, la actividad enzimática o la localización de proteínas [ 89]. La acetilación de las colas de histonas neutraliza las lisinas cargadas positivamente, lo que se ha sugerido que interrumpe la interacción entre la cola y el ADN nucleosómico cargado negativamente para facilitar la apertura de la cromatina y promover la transcripción activa. Las lisinas acetiladas en la cromatina también pueden promover la cromatina abierta al estar unidas por una variedad de factores de transcripción que contienen bromodominio, incluidos los de los complejos de remodelación de la cromatina, como el complejo BAF [128, 129].

La marca bien conservada H4K16ac reduce la compactación de la cromatina in vitro [130] y se asocia con una cromatina más abierta in vivo [131]. Los estudios genéticos en Drosophila han demostrado que cuando H4K16 se ha cambiado a arginina, las moscas hembras son viables y solo los machos mueren debido al papel especial de H4K16ac en la promoción de la compensación de la dosis del cromosoma X. La H4K16ac reducida se asocia con una variedad de cánceres [26, 126] y, en algunos casos, puede tener valor pronóstico [28].

La acetilación en H3K27 es prominente en los promotores activos y, junto con p300 y H3K4me1, marca potenciadores activos [29, 132]. La histona H3K27ac es depositada por CBP / p300 y sirve en parte para contrarrestar el silenciamiento de Polycomb, ya que la acetilación impide la metilación por PRC2 en este sitio [133]. La acetilación no solo afecta la carga y promueve cambios estructurales de la cromatina, sino que el grupo acetilo también funciona como una señal reconocida por las proteínas que contienen bromodominio (BRD) (proteínas de unión a acetil-lisina), como las proteínas bromodominio y dominio extraterminal (BET). BRD2, BRD3 y BRD4 [128]. En estas proteínas se han encontrado mutaciones, expresiones aberrantes y fusiones de genes que implican su papel en el desarrollo y la progresión del cáncer [22, 128, 134].

La desacetilación de histonas por las HDAC disminuye la accesibilidad de los factores de transcripción al formar una conformación de cromatina cerrada [135]. Hay 18 HDAC en mamíferos divididos en cuatro familias principales: Clase I (HDAC 1, 2, 3 y 8) se expresan ubicuamente en líneas celulares humanas y tejidos en el núcleo Clase II (HDAC 4, 5, 6, 7, 9 y 10) exhiben expresión específica de tejido y pueden desplazarse entre el núcleo y el citoplasma Clase III o sirtuinas (SIRT1-7), que son dependientes de NAD + y tienen un mecanismo catalítico muy distinto para la desacetilación en comparación con otras clases de HDAC La clase IV solo tiene un miembro recientemente identificado, HDAC11 [136]. HDAC11 es capaz de desacetilar sitios de histonas divergentes, lo que hace que la especificidad del sustrato sea baja y funcionalmente redundante en ciertos escenarios [3]. Al igual que las HAT, las HDAC también tienen varios sustratos que no son histonas, como p53, Hsp90, TCF y β-catenina [89].

Debido a la naturaleza dinámica de la acetilación de histonas, se han desarrollado inhibidores que se dirigen a HDAC, HAT y proteínas de bromodominio y se encuentran en diferentes etapas preclínicas y clínicas para la terapia del cáncer. La sobreexpresión de HDAC se ha encontrado en una variedad de cánceres y se correlaciona con una disminución significativa tanto en la supervivencia libre de enfermedad como en la supervivencia general y predice un mal pronóstico del paciente [136,137,138]. La actividad de HDAC es un mediador clave de la supervivencia y la capacidad tumorigénica, lo que la convierte en un objetivo atractivo para un panel de diferentes cánceres y, de hecho, los inhibidores de HDAC son los fármacos epigenéticos más maduros desarrollados hasta la fecha. El vorinostat y la romidepsina son inhibidores de HDAC aprobados por la FDA para el tratamiento del linfoma cutáneo de células T (CTCL) refractario, y hay muchos otros actualmente en diferentes etapas de evaluación clínica, la mayoría de ellos centrados en neoplasias hematológicas [138]. Cabe señalar que algunos de los inhibidores de HDAC también exhiben actividades de inhibición hacia PI3K (CUDC-907), EGFR (CUDC-101) y otros. Esto puede ser deseable desde el punto de vista clínico para limitar la dosis y la toxicidad dirigiéndose a dos vías oncogénicas. Sin embargo, es una advertencia cuando se usa este compuesto para estudiar la función molecular de las HDAC, ya que pueden ejercer su eficacia a través de vías de señalización distintas de la desacetilación de histonas. A pesar del gran éxito que se ha tenido en la focalización de los HDAC en la clínica, la focalización en los HAT se ha quedado atrás. C646 [139] y A-485 [90] son ​​los únicos inhibidores sintéticos selectivos y relativamente potentes para p300 / CBP basados ​​en el cribado virtual utilizando una estructura cristalina de p300 HAT / Lys-CoA. Su eficacia en modelos preclínicos debe establecerse rigurosamente en estudios futuros.

Las proteínas del bromodominio BET se han estudiado extensamente y se benefician enormemente de la disponibilidad de inhibidores selectivos [88, 140]. Los fuertes cambios fenotípicos por inhibición de la proteína BET justifican el descubrimiento y desarrollo de inhibidores BET para disminuir sus funciones en tumores hematológicos y sólidos. Los inhibidores específicos del bromodominio BET, JQ1 [141], I-BET [142] e I-BET151 [93], representan los éxitos iniciales del desarrollo de inhibidores BET. El éxito inicial de los degradadores de bromodominio BET ha llevado a una serie de estudios que aumentan la potencia de los compuestos al vincular la fracción inhibidora de BET al ligando que recluta la ligasa E3 utilizando la tecnología PROTAC [106] para la degradación para el tratamiento de ambos hematológicos. trastornos y tumores sólidos como el cáncer de próstata resistente a la castración y el cáncer de mama triple negativo (TNBC) [94, 95, 143]. Los degradadores BET, dBET1 y dBET6, se dirigen potente y específicamente a las proteínas de bromodominio BET para el tratamiento de la LMA y la LLA-T [144, 145]. En este caso, a un resto de ftalimida se le añade un antagonista competitivo de los bromodominios JQ-1 de BET y la proteína sufrirá degradación dependiente de ligasa de ubiquitina E3 de cereblon (CRBN) [144]. Curiosamente, los estudios han demostrado que la degradación dirigida a la talidomida también se puede aplicar para apuntar selectivamente a los factores transcripcionales Zinc Finger (ZF) "no farmacológicos" utilizando análogos de talidomida derivatizados [96].

Ubiquitinación

La monoubiquitinación de histonas ocurre con mayor frecuencia en H2A y H2B [97]. La ubiquitinación de H2AK119 es implementada por RING1A / B en el complejo PRC1 [146] y es eliminada por el complejo deubiquitinasa BAP1 [147]. H2AK119ub1 está relacionado con la compactación de cromatina y el silenciamiento transcripcional [146]. H2BK120ub1 se lleva a cabo mediante la enzima conjugadora de ubiquitina UBE2A / B (RAD6) E2 y la ligasa RNF20 / 40 E3 en genes transcritos activamente [12]. La presencia de H2BK120ub1 se combina con altos niveles de metilación en H3K4 y H3K79 [13, 15, 148]. De manera similar a otras modificaciones, la ubiquitinación de histonas también está relacionada con la activación transcripcional y el silenciamiento al afectar una estructura de cromatina de orden superior [97] y se comporta como una señal para modificaciones posteriores de histonas mediante el reclutamiento de otras maquinarias [149].

La diafonía entre los factores epigenéticos se produce en dos niveles principales. En primer lugar, numerosos estudios han demostrado la interferencia entre diferentes modificaciones de histonas [3, 60]. Por ejemplo, la monoubiquitinación de la histona H2B es un requisito previo para la metilación de H3K4 por COMPASS y la metilación de H3K79 por DOT1L [60]. Por el contrario, la metilación de H3K4 por MLL / COMPASS inhibe la deposición de H3R2me2a por PRMT6, y viceversa, haciendo que las dos marcas sean mutuamente excluyentes [3]. En segundo lugar, la diafonía entre los propios modificadores de histonas puede controlar los estados normales y malignos de la proliferación celular. Por ejemplo, la deubiquitinasa BAP1 H2A recluta la monometilasa MLL3 de H3K4 para monometilar potenciadores de genes, mientras que la interrupción de la interacción entre BAP1 y MLL3 contribuye a la patogénesis de múltiples cánceres [10]. La desmetilasa H3K27 UTX también es un componente clave de MLL3 / COMPASS, y su reclutamiento y actividad también dependen de BAP1 para ejecutar las funciones adecuadas en los potenciadores [10]. Otras histonas demetilasas también se encuentran en grandes complejos modificadores de histonas como KMT y HDAC. En este caso, LSD1 se encuentra en el complejo CoREST-HDAC en asociación con HDAC, CoREST y BHC80, y la interacción con estos factores regula su estabilidad y actividad [46].

Otros tipos de modificaciones de histonas

La fosforilación de las colas de histonas agrega una carga negativa a las colas de histonas, cambiando así la conformación de la estructura de la cromatina y las interacciones con los factores de transcripción. La fosforilación de la histona H3S10 es una modificación bien caracterizada asociada con la condensación cromosómica durante la mitosis y es implementada por las quinasas Aurora, mientras que la H3S10p implementada por la familia MSK / Jil1 está involucrada en la regulación positiva de la transcripción [150]. La desfosforilación de este sitio está mediada por PP2A y está relacionada con la represión de la expresión génica [150]. La fosforilación en la serina 139 de H2AX (γH2AX) es inducida por estímulos de daño del ADN y es una respuesta temprana en la señalización de rotura de doble hebra del ADN. Varias quinasas pueden mediar en la fosforilación en este sitio en particular, incluidos ATM, ATR y DNA-PK [151]. Aunque estas dos modificaciones se han utilizado intensamente como marcadores de la progresión del ciclo celular y la respuesta al daño del ADN, las consecuencias de la modificación y los eventos posteriores siguen siendo en gran parte desconocidos [20]. La fosforilación de la serina 31 es exclusiva de la histona H3.3 y se identificó originalmente como localizada adyacente a los centrómeros en los cromosomas en metafase [14]. También es un marcador específico de la mitosis diferente de H3 S10P y S28P en términos de tiempo y localización [14]. El grupo de Banaszynski descubrió recientemente que la función de H3.3.S31P es promover la actividad de p300 y potenciar la acetilación en las mESC [152].

Con extensos estudios que se centran en la metilación, acetilación, ubiquitinación y fosforilación de histonas, también se han informado una gran cantidad de otras modificaciones para las histonas, incluida la crotonilación de lisina, butirilación, propionilación, hidroxilación de tirosina, biotinilación, neddyilación, sumoilación, O-GlcNAc, ADP. ribosilación, N-formilación, isomerización de prolina y citrulinación [31, 153,154,155,156].

Con el uso de un enfoque proteómico integrado basado en espectrometría de masas, la crotonilación de lisina se ha designado como una marca específica de genes activos ligados a cromosomas sexuales en células germinales masculinas postmeióticas mediante la asociación con cromatina activa, incluidos promotores y potenciadores activos [82 ]. Curiosamente, las proteínas del dominio YEATS muestran una alta afinidad de unión por la crotonil-lisina, lo que vincula esta modificación a la transcripción activa [157]. Dos estudios recientes destacan la posibilidad de apuntar a los dominios de YEATS en la leucemia reordenada de MLL, lo que podría generar sinergia con la inhibición de BET y DOT1L [158, 159]. Además de la crotonilación, la butirilación y la propionilación son otras dos modificaciones de acilación no acetil-lisina que ocupan activamente los promotores de genes y ejercen sus funciones de manera similar a la acetilación de histonas [160,161,162].

La neddylación, la conjugación covalente de NEDD8, una proteína similar a la ubiquitina, se deposita en la histona H2A por la ligasa E3 RNF168. La neddylation de H2A en K119 previene la ubiquitinación en este sitio y da como resultado una menor respuesta al daño del ADN, lo que sugiere un papel de la vía de neddylation en la reparación del daño del ADN [163]. Además de la ubiquitinación y neddylación de histonas, la histona H4 también puede modificarse con proteínas de la familia SUMO (modificador pequeño relacionado con ubiquitina) para mediar en la represión transcripcional a través del reclutamiento de histonas desacetilasas y proteína heterocromatina 1 (HP1) [164].

La biotinilación de lisinas en histonas también se ha descrito como una modificación rara [165], pero no se ha estudiado ampliamente y su importancia biológica no está bien establecida. La O-GlcNAcilación de serina / treonina de factores epigenéticos como HCF1 y TET2 está bien establecida [166, 167]. Sin embargo, sigue debatiéndose si las histonas son modificadas por O-GlcNAc in vivo en células de mamíferos [168, 169]. La aparición de ribosilación de ADP de histonas es universal en todas las histonas centrales y en la histona H1. A pesar de su presencia universal, la consecuencia biológica es bastante divergente en diferentes lisinas modificadas que van desde la reparación del ADN, la replicación y la transcripción [170]. La N-formilación de lisinas de histonas representa una modificación secundaria no canónica que surge del daño oxidativo del ADN [171]. Dado que la modificación también ocurre en residuos de lisina, puede interferir con la metilación o acetilación del mismo residuo y contribuir a la fisiopatología del estrés oxidativo y nitrosativo. Asimismo, la isomerización de la histona H3 con prolina no covalente influye en la metilación de la lisina H3K36 para mejorar la transcripción [172]. Finalmente, la desiminación o citrulinación de los residuos de arginina por PADI4 antagoniza la metilación de la arginina al convertir la arginina o metilarginina en el aminoácido citrulina no convencional [173, 174]. La hipercitrulinación puede promover la descondensación de la cromatina [175]. Curiosamente, la histona H3 citrulinada también puede funcionar como un nuevo marcador pronóstico asociado con una respuesta inflamatoria exacerbada en pacientes con cáncer avanzado [176].

En general, algunas de estas modificaciones de histonas identificadas más recientemente podrían afectar las modificaciones convencionales como metilación, acetilación, ubiquitinación y fosforilación al competir con los mismos sitios en las histonas para la modificación o mediante diafonía al conferir un cambio conformacional, alterando así la señalización descendente y regulación de la expresión génica. La rareza de estas modificaciones en el genoma puede indicar funciones en el ajuste fino de las modificaciones convencionales en respuesta a diversas circunstancias, como daño al ADN y estrés oxidativo. La diafonía y las consecuencias biológicas de estas raras modificaciones deben caracterizarse más en estudios futuros.

Técnicas para mapear y caracterizar las modificaciones y su distribución genómica.

La identificación de las modificaciones de las histonas se ha visto favorecida en gran medida por el desarrollo de técnicas de espectrometría de masas [154, 177,178,179,180]. Las estrategias ascendentes, intermedias y descendentes tienen sus propias ventajas y desafíos [181, 182]. La espectrometría de masas ascendente generalmente analiza pequeños péptidos generados a partir de la tripsinización, que pueden proporcionar la mayor precisión para identificar modificaciones. La espectrometría de masas descendente intenta identificar el complemento completo de modificaciones a partir de una proteína intacta. La espectrometría de masas media-descendente analiza péptidos más grandes generados a partir de enzimas de corte de histonas más raras, como Glu-C. El enfoque medio hacia abajo permite una sensibilidad relativamente alta en comparación con el de arriba hacia abajo, al mismo tiempo que permite la identificación del complemento de modificaciones en una cola de histona completa, la ubicación de la mayoría de las modificaciones de histonas. Al identificar qué modificaciones ocurren en la misma histona, se pueden revelar los posibles efectos sinérgicos o antagonistas de diferentes modificaciones [182].

Los éxitos en la identificación de numerosas modificaciones de histonas dejan el desafío de identificar la función de estas modificaciones. En organismos genéticamente tratables, como la levadura y la mosca de la fruta, se han generado organismos en los que todas las copias del gen de las histonas han sido reemplazadas por una mutación de un sitio de modificación a un residuo no modificable [183,184,185]. La eliminación de modificadores de histonas mediada por shRNA o la eliminación de modificadores de histonas por CRISPR / Cas9 se pueden utilizar para evaluar la función de un modificador de histonas. La activación de mutaciones del sitio catalítico de la enzima se puede utilizar para determinar si los efectos observados tras la pérdida del modificador se deben a la pérdida de la modificación de la histona o debido a la alteración de los complejos macromoleculares multifuncionales en los que se encuentran algunas de estas enzimas. fundar.

Las consecuencias funcionales de las modificaciones de las histonas en diferentes condiciones o perturbaciones pueden evaluarse con técnicas como RNA-seq para la cuantificación de transcripciones maduras, secuenciación de ejecución nuclear de precisión (PRO-seq) [186] o secuenciación de transcripción de alargamiento nativo (NET-seq ) [187] para la cuantificación de transcripciones incipientes. La secuenciación de inmunoprecipitación de ADN metilado (MeDIP-seq) [188], MetilC-seq [189] y la secuenciación de bisulfito de representación reducida (RRBS-seq) [190] pueden utilizarse para medir los cambios en la metilación del ADN. Ensayo de secuenciación de cromatina accesible por transposasa (ATAC-seq) [191], DNAse-seq [192] y secuenciación de aislamiento de elementos reguladores asistido por formaldehído (FAIRE-seq) [193] pueden utilizarse para evaluar los cambios en la accesibilidad de la cromatina . Los avances en la detección de una sola molécula de modificaciones postraduccionales en nucleosomas permiten la detección de estados de modificación combinatoria y posiciones genómicas de nucleosomas [194].

El desarrollo de inhibidores enzimáticos puede ser un desafío para una variedad de modificadores de histonas: primero, las proteínas dentro de una familia de enzimas pueden preservar la secuencia y las similitudes estructurales, lo que puede obstaculizar la capacidad de obtener inhibidores específicos de moléculas pequeñas, segundo, una gran cantidad de proteínas relacionadas con la cromatina carecen de bolsillos drogadictos. La degradación de proteínas dependiente de ligando antes mencionada, PROTAC [106], HaloPROTAC [195, 196], degradadores de apagado asistido por moléculas pequeñas (SMASh) [197] y dTAG [198], se han utilizado para enrutar proteínas diana para el proteasoma. -degradación (Tabla 3), evitando así la necesidad de una diana terapéutica enzimática [199]. El uso de estas tecnologías para degradar las proteínas relacionadas con la cromatina avanzará significativamente en nuestra comprensión de las funciones de las modificaciones de histonas y la cromatina en los procesos biológicos normales, además de ayudar al diseño racional de moléculas pequeñas eficientes y potentes con valor terapéutico.

De 2D a 4D: capturando la dinámica de los nucleosomas

Debido a la naturaleza dinámica de los nucleosomas y la estructura de la cromatina, se requieren varios enfoques para explorar este espacio. El "2D" representa el amplio espectro de modificaciones de histonas como se discutió en esta revisión, ya sea actuando solo o en combinación con otras modificaciones para efectos sinérgicos, aditivos o antagonistas para regular sofisticadamente la expresión génica de manera oportuna. El "3D" radica en cómo las modificaciones de las histonas afectan la organización de la cromatina, las estructuras de orden superior de la cromatina y las interacciones de los elementos reguladores distales. La estructura 3D puede ser capturada por Hi-C, una forma integral de medir las interacciones de la cromatina en el genoma humano [200]. Aunque las modificaciones de histonas y la arquitectura de la cromatina se perfilan en ensayos separados, los investigadores están haciendo predicciones y modelado activamente de la organización de la cromatina, como los centros de interacción de la cromatina y los límites de los dominios asociados topológicamente (TAD) utilizando marcas de histonas específicas del tipo celular [201, 202]. La integración de los conjuntos de datos de ChIP-seq y Hi-C revelan información importante sobre cómo la organización de la cromatina podría tener un impacto en la regulación génica y cómo se puede predecir la arquitectura de la cromatina utilizando datos de ChIP-seq [203]. No obstante, un método experimental que combine las marcas de histonas ChIP-seq y Hi-C sería útil para abordar directamente estas preguntas. La obtención de imágenes de superresolución utilizando un microscopio de reconstrucción óptica estocástica tridimensional (3D-STORM) es otro enfoque para capturar la organización 3D de la cromatina en diferentes estados epigenéticos y revelar detalles estructurales de la cromatina [204]. El “4D” se basa en el monitoreo en tiempo real de la dinámica de modificación. Esto podría lograrse mediante el uso de estrategias de degradación aguda como HaloPROTAC o etiquetado degron inducible por auxina (AID) de modificadores de histonas [205, 206], visualización en tiempo real de modificaciones de cromatina con microscopía de iluminación confocal y estructurada [207] y ligando fluorescente etiquetado para la visualización directa de factores de cromatina utilizando Halo-tag [208, 209] o SNAP-tag [210]. Las estrategias de degradación aguda tienen ventajas aparentes sobre la desactivación de modificadores de histonas comúnmente mediada por shRNA o la desactivación de modificadores de histona mediada por CRISPR / Cas9, que lleva de varios días a meses, y los fenómenos pueden deberse a efectos secundarios. Las estrategias de degradación aguda son mucho más específicas con menos efectos fuera del objetivo y capturan los efectos tempranos sobre la cromatina cuando se combinan con ChIP-seq o ATAC-seq convencionales. Por ejemplo, 60 min de tratamiento con auxina en células con marcado AID de PAF1 dio como resultado un agotamiento importante de la proteína PAF1 endógena, lo que confirma que la liberación de Pol II de la pausa proximal del promotor fue una consecuencia directa de la pérdida de PAF1 [206].

Direcciones futuras

Se ha dedicado un gran esfuerzo a comprender el papel de las modificaciones de histonas y la maquinaria enzimática involucrada en la implementación de estas modificaciones durante el desarrollo y en la enfermedad, especialmente en el cáncer. Se están desarrollando técnicas precisas para mapear la localización y función de las modificaciones de histonas en el genoma desde la población de células hasta, con suerte, pocas o incluso células individuales. Las proteínas que se unen específicamente a las modificaciones de las histonas traducen la información para regular la expresión génica mediante el reclutamiento o la eliminación de otros factores de transcripción. Es fundamental caracterizar las diversas funciones de los PTM y sus modificadores en el cáncer humano. Sin embargo, la captura de la dinámica de modificación sigue siendo un problema desafiante para estudiar la función de las modificaciones de histonas in vivo.

El desarrollo de ensayos e inhibidores específicos de moléculas pequeñas (enzimáticos / no enzimáticos) para dirigirse a las PTM relacionadas con enfermedades requiere un amplio conocimiento basado en las estructuras cristalinas de rayos X / Cryo-EM de modificadores y factores de unión a modificaciones. Las moléculas de la herramienta o las sondas químicas aclararán aún más la función biológica in vivo de los actores clave de la cromatina. La "calidad" (especificidad y potencia) de las sondas químicas y el diseño cuidadoso de los ensayos experimentales determinan en gran medida el resultado y la interpretación de los resultados. Además, la identificación de sustratos que no son histonas es fundamental para definir las funciones de los modificadores de histonas con el fin de desarrollar inhibidores más específicos que se dirijan a la vía deseada [76, 89].

Es interesante que los modificadores de histonas a menudo residen dentro de grandes complejos de múltiples proteínas para una función adecuada, como los complejos MLL / COMPASS, PRC2 y HDAC. Comprender cómo funcionan las enzimas clave con otras subunidades (por ejemplo, la regulación de la actividad y la estabilidad) dentro del mismo complejo informará el diseño de disruptores de moléculas pequeñas de los complejos de proteínas. Los inhibidores de MLL-menina y MLL-WDR5 pertenecen a esta clase, y otras interfaces entre el dominio catalítico y las proteínas de andamiaje pueden ser objetivos deseables que se aprovecharán para el desarrollo de moléculas pequeñas con la obtención de conocimientos sobre estructuras. Junto con otros enfoques para dirigirse a modificaciones de histonas, como la inhibición de la actividad enzimática y los degradadores de moléculas pequeñas por parte de los PROTAC, las proteínas relacionadas con la cromatina y las modificaciones se consideran dianas farmacológicas favorables, y se han diseñado y utilizado varios agentes en diferentes etapas de ensayos clínicos combinados. con quimioterapias actualmente disponibles [6].

La reducción de los efectos secundarios tóxicos de los fármacos epigenéticos es un desafío cuando se prueban los agentes en ensayos clínicos [211]. El enfoque letal sintético se está explorando actualmente para reducir los efectos secundarios tóxicos fuera del objetivo y combatir la resistencia a la terapia dirigiéndose a múltiples genes utilizando una combinación de tratamientos farmacológicos. Además, las modificaciones de las histonas pueden actuar potencialmente como biomarcadores en el diagnóstico del cáncer y predictores de pronóstico [26, 212]. El objetivo final es traducir la terapia epigenética en la clínica para el tratamiento de cánceres y adaptar estrategias eficientes basadas en los tipos de cáncer y las alteraciones del epigenoma.


Modificaciones de histonas

La arquitectura de la cromatina, el posicionamiento nucleosómico y, en última instancia, el acceso al ADN para la transcripción de genes, está controlado en gran medida por proteínas histonas. Cada nucleosoma está formado por dos subunidades idénticas, cada una de las cuales contiene cuatro histonas: H2A, H2B, H3 y H4. Mientras tanto, la proteína H1 actúa como histona enlazadora para estabilizar el ADN internucleosómico y no forma parte del nucleosoma en sí.

Las proteínas histonas se someten a modificaciones postraduccionales (PTM) de diferentes formas, lo que afecta sus interacciones con el ADN. Algunas modificaciones interrumpen las interacciones entre las histonas y el ADN, lo que hace que los nucleosomas se desenrollen. En esta conformación de cromatina abierta, llamada eucromatina, el ADN es accesible para la unión de la maquinaria transcripcional y la posterior activación de genes. Por el contrario, las modificaciones que fortalecen las interacciones histona-ADN crean una estructura de cromatina muy compacta llamada heterocromatina. En esta forma compacta, la maquinaria transcripcional no puede acceder al ADN, lo que resulta en el silenciamiento del gen. De esta manera, la modificación de histonas por complejos remodeladores de cromatina cambia la arquitectura de la cromatina y la activación de genes.

Figura 1: Las modificaciones de histonas más comunes. Para obtener más información, consulte nuestro completo cartel de modificaciones de histonas

Juntas, estas modificaciones de histonas forman lo que se conoce como el código de histonas, que dicta el estado transcripcional de la región genómica local. El examen de las modificaciones de las histonas en una región particular, o en todo el genoma, puede revelar estados de activación de genes, ubicaciones de promotores, potenciadores y otros elementos reguladores de genes.

Modificaciones de histonas en detalle

Acetilación

La acetilación es una de las modificaciones de histonas más estudiadas, ya que fue una de las primeras que se descubrió que influye en la regulación transcripcional. La acetilación agrega una carga negativa a los residuos de lisina en las colas de histonas N-terminales que se extienden desde el nucleosoma. Estas cargas negativas repelen el ADN cargado negativamente, lo que da como resultado una estructura de cromatina relajada. La conformación de cromatina abierta permite la unión del factor de transcripción y aumenta significativamente la expresión génica (Roth et al., 2001)

La acetilación de histonas participa en la regulación del ciclo celular, la proliferación celular y la apoptosis y puede desempeñar un papel vital en la regulación de muchos otros procesos celulares, incluida la diferenciación celular, la replicación y reparación del ADN, la importación nuclear y la represión neuronal. Un desequilibrio en el equilibrio de la acetilación de histonas está asociado con la tumorigénesis y la progresión del cáncer.

Los grupos acetilo se añaden a los residuos de lisina de las histonas H3 y H4 mediante histonas acetiltransferasas (HAT) y se eliminan mediante desacetilasas (HDAC). La acetilación de histonas se dirige en gran medida a las regiones promotoras, lo que se conoce como acetilación localizada por el promotor. Por ejemplo, la acetilación de K9 y K27 en la histona H3 (H3K9ac y H3K27ac) generalmente se asocia con potenciadores y promotores de genes activos. También se encuentran niveles bajos de acetilación global en todos los genes transcritos, cuya función sigue sin estar clara.

Metilación

La metilación se agrega a los residuos de lisina o arginina de las histonas H3 y H4, con diferentes impactos en la transcripción. La metilación de arginina promueve la activación transcripcional (Greer et al., 2012) mientras que la metilación de la lisina está implicada tanto en la activación como en la represión de la transcripción, dependiendo del sitio de metilación. Esta flexibilidad puede explicarse por el hecho de que la metilación no altera la carga de las histonas ni impacta directamente en las interacciones entre las histonas y el ADN, a diferencia de la acetilación.

Las lisinas pueden ser mono, di o trimetiladas, lo que proporciona una diversidad funcional adicional a cada sitio de metilación. Por ejemplo, tanto la mono como la tri-metilación en K4 de la histona H3 (H3K4me1 y H3K4me3) son marcadores de activación, pero con matices únicos: H3K4me1 típicamente marca potenciadores transcripcionales, mientras que H3K4me3 marca promotores genéticos. Mientras tanto, la tri-metilación de K36 (H3K36me3) es un marcador de activación asociado con regiones transcritas en cuerpos génicos.

Por el contrario, la tri-metilación en K9 y K27 de la histona H3 (H3K9me3 y H3K27me3) son señales represivas con funciones únicas: H3K27me3 es una señal temporal en las regiones promotoras que controla los reguladores del desarrollo en las células madre embrionarias, incluidos los genes Hox y Sox. Mientras tanto, H3K9me3 es una señal permanente para la formación de heterocromatina en regiones cromosómicas pobres en genes con estructuras repetidas en tándem, como repeticiones satélite, telómeros y pericentrómeros. También marca los retrotransposones y familias específicas de genes con dedos de zinc (KRAB-ZFP). Ambas marcas se encuentran en el cromosoma X inactivo, con H3K27me3 en regiones codificantes intergénicas y silenciadas y H3K9me3 predominantemente en regiones codificantes de genes activos.

La metilación de histonas es una marca estable que se propaga a través de múltiples divisiones celulares y durante muchos años se pensó que era irreversible. Sin embargo, recientemente se descubrió que es un proceso regulado activamente y reversible.

Metilación: histonas metiltransferasas (HMT)

  • Lisina
    • SET que contiene dominios (colas de histonas)
    • Que no contienen dominio SET (núcleos de histonas)
    • Familia PRMT (proteína arginina metiltransferasas)

    Desmetilación: histonas desmetilasas

    • Lisina
      • KDM1 / LSD1 (desmetilasa 1 específica de lisina)
      • JmjC (que contiene el dominio Jumonji)
      • PAD4 / PADI4

      Fosforilación

      La fosforilación de histonas es un paso intermedio crítico en la condensación cromosómica durante la división celular, la regulación transcripcional y la reparación del daño del ADN (Rossetto et al., 2012, Kschonsak et al., 2015). A diferencia de la acetilación y metilación, la fosforilación de histonas establece interacciones entre otras modificaciones de histonas y sirve como plataforma para las proteínas efectoras, lo que conduce a una cascada de eventos aguas abajo.

      La fosforilación ocurre en todas las histonas centrales, con efectos diferenciales en cada una. La fosforilación de la histona H3 en las serinas 10 y 28 y la histona H2A en T120 están implicadas en la compactación de la cromatina y en la regulación de la estructura y función de la cromatina durante la mitosis. Estos son marcadores importantes del ciclo celular y el crecimiento celular que se conservan en todos los eucariotas. La fosforilación de H2AX en S139 (que da como resultado γH2AX) sirve como punto de reclutamiento para las proteínas de reparación del daño del ADN (Lowndes et al., 2005, Pinto et al., 2010) y es uno de los primeros eventos que ocurren después de las roturas de la doble cadena del ADN. . La fosforilación de H2B no es un buen estudio, pero se encuentra que facilita la condensación de cromatina relacionada con la apoptosis, la fragmentación del ADN y la muerte celular (Füllgrabe et al., 2010).

      Ubicuidad

      Todas las proteínas del núcleo de las histonas pueden ubiquitilarse, pero las H2A y H2B son las más comunes y son dos de las proteínas más ubiquitiladas en el núcleo (Cao et al., 2012). La ubiquitilación de histonas juega un papel central en la respuesta al daño del ADN.

      La monoubiquitilación de las histonas H2A, H2B y H2AX se encuentra en sitios de roturas de doble cadena de ADN. Las formas más comunes son H2A monoubiquitylated en K119 y H2B en K123 (levadura) / K120 (vertebrados). El H2A monoubiquitilado también se asocia con el silenciamiento de genes, mientras que el H2B también se asocia con la activación de la transcripción.

      La poliubiquitilación es menos común, pero también es importante en la reparación del ADN: la poliubiquitilación de H2A y H2AX en K63 proporciona un sitio de reconocimiento para las proteínas de reparación del ADN, como RAP80.

      Regulación enzimática

      Al igual que otras modificaciones de histonas, la monoubiquitilación de H2A y H2B es reversible y está estrechamente regulada por las histonas ubiquitina ligasas y enzimas desubiquitilantes.

      Monoubiquitylation

      Poliubiquitilación

      Guía de referencia rápida para modificaciones de histonas

      Modificaciones de histonas más comunes y dónde encontrarlas:

      Ubicación de la función de modificación de histonas

      Potenciadores de activación H3K4me1

      Promotores de activación H3K4me3

      Cuerpos génicos de activación H3K36me3

      Cuerpos génicos de activación H3K79me2

      Potenciadores de activación de H3K9Ac, promotores

      Potenciadores de activación de H3K27Ac, ​​promotores

      Secuencias repetitivas de activación de H4K16Ac

      Promotores de la represión H3K27me3, regiones ricas en genes

      H3K9me3 Repetición del satélite de represión, telómeros, pericentrómeros

      Daño del ADN de Gamma H2A.X Roturas de la doble hebra del ADN

      Replicación del ADN H3S10P Cromosomas mitóticos

      Estudio de modificaciones de histonas por ChIP

      ChIP usa anticuerpos para aislar una proteína o modificación de interés, junto con el ADN al que está unido (figura 5). Luego, el ADN se secuencia y se asigna al genoma para identificar la ubicación y abundancia de la proteína o modificación.

      Figura 2: ChIP de modificación de histonas. Los anticuerpos se unen directamente a las colas de histonas modificadas. La inmunoprecipitación y la purificación del ADN permiten el aislamiento y la identificación de las regiones genómicas que ocupan las modificaciones.

      El uso de anticuerpos contra histonas específicas y modificaciones de histonas en experimentos de ChIP puede revelar las ubicaciones específicas de

      • Estructuras de cromatina de orden superior, por ejemplo, H3K9me3 marca heterocromatina y repeticiones de satélite
      • Genes y programas genéticos activos o silenciados, por ejemplo, AH3K9ac marca la activación de genes
      • Elementos genéticos como promotores y potenciadores, por ejemplo, H3K27me3 marca a los promotores en regiones ricas en genes, H3K4me1 marca potenciadores activos

      Si se conoce la función de una modificación de histona, ChIP puede identificar genes y regiones específicos con esta firma de modificación de histona y la función correspondiente en todo el genoma. Estos genes y regiones pueden luego examinarse más a fondo para determinar su papel en el proceso biológico de interés. El uso de ChIP contra H3K4me1, por ejemplo, revelará las ubicaciones y secuencias de potenciadores activos en todo el genoma, apuntando a genes y programas genéticos de interés.

      Alternativamente, si no se conoce la función de la modificación de la histona, ChIP puede identificar secuencias, genes y ubicaciones con esta firma, que luego pueden usarse para inferir la función de la modificación. Esta técnica fue fundamental para decodificar gran parte del código de las histonas y sigue siendo valiosa para determinar la función de modificaciones recién descubiertas como la ubiquitilación y otras marcas novedosas.

      Enzimas modificadoras de histonas: escritores y borradores​

      Las modificaciones de histonas se agregan y eliminan dinámicamente de las proteínas de histonas mediante enzimas específicas (tabla 1). El equilibrio entre estos escritores y borradores dicta qué marcas están presentes en las histonas y a qué niveles, para controlar en última instancia si los programas genéticos específicos y los procesos celulares que orquestan se activan o desactivan.

      Tabla 1. Las principales categorías de escritores y borradores de histonas.

      Modificación

      Histonas acetiltransferasas (HAT)

      Histona desacetilasas (HDAC)

      Histonas metiltransferasas (HMT / KMT) y proteínas arginina metiltransferasas (PRMT)

      Para obtener más detalles sobre los lectores, escritores y borradores de modificaciones de histonas, consulte nuestro cartel de modificación epigenética.

      La identificación de las vías de modificación y los escritores y borradores específicos en juego puede revelar:

      • Vías celulares relevantes, programas genéticos y efectos fisiológicos para mayor investigación. Por ejemplo, las histonas desacetilasas (HDAC) activan las vías de desarrollo inmunológico, mientras que las histonas acetiltransferasas (HAT) desempeñan un papel crucial en la diferenciación y proliferación.
      • Desequilibrios entre escritores y borradores que alteran la programación genética y subyacen a los procesos patológicos. Caracterizar tales desequilibrios y las enzimas específicas involucradas puede proporcionar información sobre la patología de la enfermedad, desde cánceres hasta trastornos autoinmunes.
      • Nuevas dianas farmacológicas y estrategias terapéuticas. Una vez que se identifica un desequilibrio, se pueden desarrollar fármacos para impactar la actividad de estas enzimas y corregir el desequilibrio, ofreciendo nuevas estrategias terapéuticas contra enfermedades que hasta ahora han eludido los esfuerzos médicos. Por ejemplo, se están desarrollando muchos inhibidores de HDAC como fármacos novedosos contra cánceres y enfermedades inflamatorias como la artritis y la diabetes tipo I.

      Para los esfuerzos de desarrollo de fármacos, los compuestos pueden analizarse fácilmente por su impacto en la actividad de redacción y borrado.

      Caracterización de las vías de metilación de histonas

      En general, los ensayos de histona metiltransferasa (HMT) son difíciles de desarrollar y la mayoría tiene varios inconvenientes debido al diseño del ensayo. Los ensayos de HMT típicos utilizan 3 H-SAM como donante de metilo y miden la S-adenosilhomocisteína (SAH) como un subproducto general de la reacción de metilación. Sin embargo, esto requiere

      • Manipulación de material radiactivo
      • Alta sensibilidad para superar bajos kgato (rotación típicamente & lt 1 min-1) y KMETRO valores para el donante de metilo, SAM
      • Purificación previa de complejos de enzima / proteína para evaluar la actividad de HMT específicos

      Los ensayos de actividad de Abcam HMT superan estas dificultades, evaluando la actividad de HMT específicos con anticuerpos que detectan el producto metilado específico, proporcionando:

      • Fácil detección colorimétrica o fluorométrica, sin radiactividad
      • Compatibilidad con extractos nucleares o proteínas purificadas (el ensayo es específico para la modificación de interés)
      • Datos en 3 horas

      Para obtener más información sobre nuestros ensayos de metilación de histonas haga clic aquí.

      Caracterización de la actividad de la desmetilasa

      Los ensayos de actividad de histona desmetilasa típicamente miden la formación de formaldehído, un subproducto de la desmetilación. Por lo tanto, son susceptibles a la interferencia de detergentes, grupos tiol y una variedad de iones. De manera similar a los ensayos de metilación, estos ensayos no son específicos para ninguna desmetilasa y solo se pueden realizar con proteína purificada.

      Los ensayos de histona desmetilasa de Abcam evitan estos problemas midiendo directamente la formación del producto desmetilado, proporcionando:

      • Mayor sensibilidad (20 a 1000 veces) en comparación con los ensayos basados ​​en formaldehído
      • Datos más precisos sin interferencias de tioles, detergentes o iones
      • Compatibilidad con extractos nucleares o proteína purificada (debido a la especificidad del ensayo para la modificación de interés)
      • Mide la actividad desmetilasa de una amplia gama de especies, incluidas células / tejidos de mamíferos, plantas y bacterias.
      • Formato de microplaca rápido con lecturas colorimétricas o fluorométricas simples
      • Datos en 3 horas

      Para obtener más información sobre nuestros ensayos de histona desmetilasa haga clic aquí.

      Caracterización de las vías de acetilación de histonas

      Abcam ofrece kits para analizar la actividad HAT general y específica de H4. Estos ensayos miden la transferencia catalizada por HAT de grupos acetilo del donante de Acetil-CoA a los péptidos de histona, lo que genera el péptido acetilado y CoA-SH. El subproducto CoA-SH luego se mide mediante métodos colorimétricos o fluorométricos:

      • Ensayos colorimétricos: CoA-SH sirve como una coenzima esencial para producir NADH, que reacciona con el colorante de tetrazolio soluble para generar un producto que puede detectarse espectrofotométricamente. Este ensayo es ideal para estudios cinéticos, con detección continua.
      • Ensayos fluorométricos: CoA-SH reacciona con un revelador y una sonda para generar un producto que se detecta fluorométricamente.

      Caracterización de la actividad de la histona desacetilasa

      Las proteínas HDAC se dividen en cuatro grupos principales (clase I, clase IIA, clase IIB, clase III, clase IV) según la función y la similitud de la secuencia de ADN. Las clases I, IIA y IIB se consideran HDAC "clásicas" cuyas actividades son inhibidas por tricostatina A (TSA), mientras que la clase III es una familia de proteínas dependientes de NAD + (sirtuinas (SIRT)) no afectadas por TSA. La clase IV se considera una clase atípica por sí sola, basada únicamente en la similitud de la secuencia de ADN con las demás.

      Cada una de estas clases está asociada con diferentes programas celulares y puede ensayarse individualmente con varios ensayos fluorométricos. Por ejemplo, los SIRT se asocian típicamente con cánceres y enfermedades neurológicas. La detección de la actividad de SIRT o la identificación de fármacos que afecten a la actividad de SIRT pueden indicar nuevos diagnósticos o estrategias terapéuticas para estas enfermedades.

      Los ensayos fluorométricos utilizan un sustrato peptídico acetilado con un fluoróforo y un inhibidor en sus terminales amino y carboxilo. Una vez que el sustrato está desacetilado, puede ser escindido por una peptidasa, liberando el fluoróforo del extintor. El posterior aumento de la intensidad de la fluorescencia del fluoróforo es directamente proporcional a la actividad desacetilasa.

      Inhibir escritores y borradores

      Puedo ser útil para inhibir estas enzimas modificadoras usando moléculas pequeñas y luego evaluar las consecuencias posteriores para sondear la participación y las funciones biológicas de las modificaciones de histonas. Por lo tanto, los inhibidores de escritores y borradores son herramientas vitales para comprender las funciones de las vías de modificación epigenética. También son esenciales para la validación de objetivos "farmacológicos" en el contexto de estudios preclínicos tanto en contextos académicos como industriales.

      Lectores / traductores de modificación de histonas

      Las modificaciones de histonas regulan las propiedades físicas de la cromatina y su estado transcripcional correspondiente, ya sea directamente (por ejemplo, grupos acetilo que repelen el ADN cargado negativamente para crear una conformación de cromatina abierta) o mediante adaptadores de proteínas denominados efectores. Las proteínas efectoras reconocen y se unen a marcas epigenéticas específicas y, posteriormente, reclutan maquinaria molecular para alterar la estructura de la cromatina. Estos lectores epigenéticos determinan el resultado funcional de las modificaciones de histonas traduciendo el código de histonas en acción.

      Los dominios efectores reconocen modificaciones específicas de histonas

      Las proteínas efectoras reconocen y se unen a las marcas de modificación de histonas a través de dominios efectores, conocidos como módulos (Tabla 2).

      Tabla 2. Reconocimiento de marcas de histonas por módulos o proteínas de unión a histonas.


      Inhibidores de histona metiltransferasa y desmetilasa

      Los inhibidores de histona metiltransferasa (HMT) se pueden agrupar por su especificidad para diferentes tipos de metiltransferasas. Tanto los HMT de lisina como de arginina utilizan S-adenosilmetionina (SAM) como cofactor y donante de grupos metilo. Los HMT específicos de lisina se dividen en dos grupos:

      (1) Su (var) 3-9, potenciador de zeste, que contiene el dominio Trithorax (SET), que metila lisinas en las colas de histonas

      (2) Dominio no SET, que metila núcleos de histonas

      A continuación, enumeramos los inhibidores seleccionados que se pueden usar para estudiar la función de los HMT de histona H3 que contienen el dominio SET clave:

      Clorhidrato de 3-deazanplanocina A (DZNep)

      Vea nuestra gama en expansión de inhibidores de HMT aquí.

      Inhibidores de la histona H3 desmetilasa

      Los inhibidores de histonas desmetilasas también se pueden agrupar por su especificidad para diferentes tipos de desmetilasas. Las histonas demetilasas se pueden dividir en 2 grupos principales:

      (1) Las aminas oxidasas dependientes de flavina adenina dinucleótido (FAD), como la familia de las demetilasas específicas de lisina (LSD). Estos sustratos desmetilados mono y dimetilados.

      (2) Las dioxigenasas dependientes de Fe (II) y α-cetoglutarato (2-oxoglutarato dioxigenasas), que incluyen la familia que contiene el dominio Jumonji C (JmjC). Estos sustratos desmetilados mono, di y trimetilados.

      Los inhibidores clave de la histona H3 desmetilasa y sus especificidades se describen a continuación.

      También inhibe otras desmetilasas H3K27me3 y las desmetilasas H3K4me KDM5B / PLU1 / JARID1B y KDM5C / Jarid1C / SMCX


      Observaciones finales y perspectivas futuras

      En esta revisión, hemos discutido cómo el metabolismo puede dar forma al paisaje epigenómico y potencialmente generar consecuencias funcionales estables e incluso transgeneracionalmente heredables en diferentes contextos. Es particularmente emocionante para los campos de la epigenética y el metabolismo ver que las modificaciones epigenéticas reguladas metabólicamente incluyen un amplio espectro de modificaciones enzimáticas y no enzimáticas en las moléculas de histonas, ADN y ARN más allá de las marcas de metilación y acetilación & # x02018canonical & # x02019. Se necesita un trabajo extenso para caracterizar los comportamientos cinéticos y termodinámicos de estas marcas & # x02018 no canónicas & # x02019 y la dinámica específica del contexto en respuesta al metabolismo.

      Todas las enzimas modificadoras de cromatina reguladas metabólicamente mencionadas hasta ahora son epigenéticas & # x02018writers & # x02019 y & # x02018erasers & # x02019 para modificaciones covalentes de cromatina. Cabe destacar que hasta ahora no hemos incluido complejos remodeladores de cromatina dependientes de ATP 222 & # x02013224, debido a la alta concentración de ATP intracelular, que supera con creces los valores de Km de los dominios de ATPasa de los remodeladores de cromatina o cualquier enzima para el caso. Por tanto, las enzimas que utilizan ATP están saturadas de sustrato y tienen una sensibilidad mínima a los cambios en las concentraciones de ATP. Sin embargo, la capacidad de los remodeladores de cromatina para reconocer y unirse con diversas modificaciones de histonas impulsadas metabólicamente, como la metilación y acetilación de histonas, es fundamental para su localización y función, por lo que el metabolismo puede regular las funciones de estos complejos a través de estas modificaciones. Los metabolitos como la metionina, & # x003b1KG, acetil-CoA, cuerpos cetónicos y agentes redox regulan potencialmente la función de los remodeladores de cromatina de esta manera, sin embargo, esto permanece sin caracterizar y requiere más investigación.

      A pesar del emocionante progreso en el descubrimiento de nuevas marcas epigenéticas reguladas metabólicamente, la comprensión de los resultados funcionales de estas respuestas epigenómicas es todavía limitada. Por lo tanto, los próximos estudios en los próximos años deberían centrarse en aclarar el papel causal del paisaje epigenómico regulado metabólicamente en la configuración de los resultados fenotípicos en la fisiología y la enfermedad. Los avances recientes en técnicas de vanguardia ofrecen conjuntos de herramientas prometedores para que alcancemos una comprensión cuantitativa y completa del eje metabolismo-epigenética (Cuadro 3).

      Recuadro 3:

      Tecnologías para diseccionar el panorama metabólico y epigenómico

      Dos desafíos importantes en la caracterización del panorama epigenómico regulado metabólicamente son la falta de técnicas de alto rendimiento para recopilar datos epigenómicos y metabolómicos multidimensionales de manera cuantitativa con resolución suficiente, y la dificultad para demostrar la causalidad en la asociación entre los dos elementos. . Aunque la inmunoprecipitación de cromatina seguida de secuenciación (ChIP-seq) sigue siendo la técnica más ampliamente aplicada para el perfil genómico de modificaciones de histonas, se han desarrollado alternativas para aumentar la cobertura y resolución de perfiles epigenómicos tanto en tejidos a granel como en células individuales. El perfil de cromatina global basado en técnicas de espectrometría de masas dirigida 259 permite la cuantificación simultánea a gran escala de 42 combinaciones de modificaciones covalentes en la histona H3, y se ha aplicado a alrededor de 1000 líneas de células cancerosas en la Enciclopedia de líneas celulares de cáncer (CCLE) 260. Combinado con la metilación del ADN, los perfiles transcriptómicos y metabolómicos 261 en la misma colección de líneas celulares, este conjunto de datos multiómicos es un recurso valioso para estudiar la relación cuantitativa entre la actividad metabólica y el panorama epigenómico en las células cancerosas. Una nueva tecnología de creación de perfiles de cromatina denominada Escisión bajo objetivos y liberación mediante nucleasa (CUT & # x00026RUN) & # x02014 en la que los fragmentos de ADN unidos a las histonas modificadas se escinden y liberan directamente en lugar de someterse a reticulación, sonicación e inmunoprecipitación como lo hacen en el chip estándar -seq & # x02014 ha mostrado una mayor relación señal / ruido, eficiencia y resolución y ha permitido el perfil de modificaciones de cromatina en un número muy pequeño de celdas 262,263. Sobre la base de CUT & # x00026RUN, también se han desarrollado recientemente 264,265 técnicas para el perfilado de cromatina a nivel unicelular. Las mediciones de los perfiles metabolómicos pueden lograr una resolución celular o subcelular mediante la aplicación de técnicas de espectrometría de masas 266,267, lo que potencialmente permite la integración de perfiles metabolómicos y epigenómicos a nivel unicelular.

      Con respecto a la causalidad subyacente a cualquier relación entre el metabolismo y la epigenética, es de particular importancia comprender si los cambios en la abundancia de un metabolito específico causan cambios en las modificaciones epigenéticas relevantes y si estos cambios causan directamente los resultados funcionales y fenotípicos observados. El rastreo de isótopos, utilizado históricamente para la estimación de los flujos metabólicos 268, se puede aplicar para cuantificar el flujo de grupos químicos desde un metabolito a la cromatina, ofreciendo así una medida cuantitativa de la contribución directa de la actividad de la vía metabólica a las modificaciones de la cromatina 72,75,221,269. La edición 270.271 de epigenoma basada en CRISPR & # x02013Cas9 y los enfoques de biología sintética 272, por otro lado, han permitido la deposición o eliminación dirigida y específica del locus de modificaciones epigenéticas específicas y la manipulación programable de componentes que participan en la regulación de la cromatina. Estos conjuntos de herramientas brindan una valiosa oportunidad para que alcancemos una comprensión completa y mecanicista del paisaje epigenómico regulado metabólicamente en una variedad de contextos fisiológicos.

      Tampoco está claro si el metabolismo puede influir dinámicamente en la arquitectura de alto nivel de los cromosomas, como la accesibilidad de la cromatina, el bucle cromosómico y las propiedades físicas, como la separación de fases líquidas y líquidas, y cómo pueden hacerlo. Varios estudios teóricos han demostrado que estas propiedades estructurales de la cromatina pueden predecirse mediante firmas específicas de modificaciones epigenéticas 225 & # x02013228, lo que implica que los cambios en el metabolismo probablemente podrían alterar la organización general del genoma. Además, todavía se desconoce cómo la heterogeneidad metabólica en células individuales puede influir en la función de los tejidos u órganos a través de la regulación epigenética 229. Esto es especialmente interesante en el contexto del desarrollo donde coexisten células de diferentes estados de desarrollo. Las técnicas de multi-ómicas unicelulares que permiten el perfil simultáneo de la expresión génica, la metilación del ADN y la accesibilidad a la cromatina en células individuales podrían ayudar a comprender esta complejidad 230 & # x02013233.

      Finalmente, investigar los roles del metabolismo y la epigenética en la mediación de los resultados de salud debido a la nutrición y el comensalismo microbiotal son campos de investigación poco explorados y prometedores. Dada la heterogeneidad genómica y metabólica entre los individuos, el amplio espectro global de dietas y composición microbiotal, y la complejidad general de la cromatina, aún quedan por descubrir muchos vínculos funcionales que ofrecen varias vías prometedoras para futuras investigaciones. La integración de conjuntos de datos humanos a gran escala y métodos de aprendizaje automático junto con una bioquímica rigurosa podría ser útil para reconciliar estos factores dispares para predecir los resultados de salud 234,235 y arrojar luz sobre las direcciones futuras de los estudios mecanicistas incisivos.


      Condiciones de salud relacionadas con cambios genéticos

      Síndrome de Kleefstra

      El síndrome de Kleefstra, un trastorno que afecta a muchas partes del cuerpo, es causado por la pérdida del EHMT1 gen o por mutaciones que inhabilitan su función.

      A la mayoría de las personas con síndrome de Kleefstra le falta una secuencia de aproximadamente 1 millón de bloques de construcción de ADN (pares de bases) en una copia del cromosoma 9 en cada célula. La deleción ocurre cerca del final del brazo largo (q) del cromosoma en una ubicación designada q34.3, una región que contiene la EHMT1 gene. Algunas personas afectadas tienen deleciones más cortas o más largas en la misma región.

      La perdida del EHMT1 Se cree que el gen de una copia del cromosoma 9 en cada célula es responsable de los rasgos característicos del síndrome de Kleefstra en personas con la deleción 9q34.3. Sin embargo, la pérdida de otros genes en la misma región puede provocar problemas de salud adicionales en algunas personas afectadas.

      Aproximadamente el 25 por ciento de las personas con síndrome de Kleefstra no tienen una deleción de material genético del cromosoma 9, en cambio, estas personas tienen mutaciones en el EHMT1 gene. Algunas de estas mutaciones cambian los bloques de construcción de una sola proteína (aminoácidos) en la histona metiltransferasa eucromática 1. Otras crean una señal de parada prematura en las instrucciones para producir la enzima o alteran la forma en que las instrucciones del gen se unen para producir la enzima. Estos cambios generalmente dan como resultado una enzima que es inestable y se descompone rápidamente, o que está inhabilitada y no puede funcionar correctamente.

      Ya sea una deleción o una mutación que afecte al EHMT1 gene da como resultado una falta de enzima funcional metiltransferasa 1 histona eucromática. La falta de esta enzima afecta el control adecuado de la actividad de ciertos genes en muchos de los órganos y tejidos del cuerpo, lo que resulta en las anomalías del desarrollo y la función características del síndrome de Kleefstra.


      Ver el vídeo: Histonas y Nucleosomas. Ácidos Nucleicos parte V (Enero 2022).